Прямая масс-спектрометрия как метод экспресс-идентификации опухолевой ткани у больных раком молочной железы
Цель исследования. Разработка метода быстрой идентификации и дифференцирования злокачественной опухоли и здоровой ткани молочной железы с использованием прямого масс-спектрального анализа тканей.Токарева А.О., Чаговец В.В., Чжихао Ван, Родионов В.В., Кометова В.В., Родионова М.В., Кононихин А.С., Стародубцева Н.Л., Чингин К., Франкевич В.Е., Хуаньвэнь Чэнь, Сухих Г.Т.
Материал и методы. В исследование по типу «случай-контроль» были включены 25 пациенток с инвазивным раком молочной железы. Каждый образец опухолевой и здоровой ткани от каждой пациентки был разделен на две части. Одну часть использовали для патоморфологического исследования. Вторую часть исследовали с помощь прямого масс-спектрометрического анализа для получения молекулярного профиля. Масс-спектрометрические данные обрабатывали методом OPLS-DA многофакторного анализа.
Результаты. На основании масс-спектрометрических данных с помощью OPLS-DA анализа удалось дифференцировать нормальную и опухолевую ткани молочной железы. Наибольший вклад в классификацию внесли липиды 4 различных классов: диглицерид DG 34:1, моноглицериды MG 18:1, MG O-14:1, фосфатидитилхолины LPC 16:0, PC 32:0, PC 32:1, PC 34:0, PC 34:1, PC 34:2, PC 36:3, PC 38:3, PC 38:4, сфингомиелин SM 32:1.
Заключение. Прямой масс-спектрометрический анализ тканей позволяет отличить злокачественную опухоль от нормальной ткани молочной железы. Применение масс-спектрометрии, помимо идентификации тканей, позволяет обнаружить характерные для рака молочной железы липидные паттерны, которые могут быть использованы в качестве диагностических биомаркеров, а также для изучения патогенеза опухоли.
Ключевые слова
рак молочной железы
прямая масс-спектрометрия
липидомика
фосфатидитилхолин
Список литературы
1. Miller K.D., Siegel R.L., Lin C.C., Mariotto A.B., Kramer J.L., Rowland J.H. et al. Cancer treatment and survivorship statistics, 2016. CA Cancer J. Clin. 2016; 66(4): 271-89.
2. Jeevan R., Cromwell D.A., Trivella M., Lawrence G., Kearins O., Pereira J. et al. Reoperation rates after breast conserving surgery for breast cancer among women in England: retrospective study of hospital episode statistics. BMJ. 2012; 345: e4505.
3. Fisher B., Anderson S., Bryant J., Margolese R.G., Deutsch M., Fisher E.R. et al. Twenty-year follow-up of a randomized trial comparing total mastectomy, lumpectomy, and lumpectomy plus irradiation for the treatment of invasive breast cancer. N. Engl. J. Med. 2002; 347(16): 1233-41.
4. van Dongen J.A., Voogd A.C., Fentiman I.S., Legrand C., Sylvester R.J., Tong D. et al. Long-term results of a randomized trial comparing breast-conserving therapy with mastectomy: European Organization for Research and Treatment of Cancer 10801 trial. J. Natl. Cancer Inst. 2000; 92(14): 1143-50.
5. Veronesi U., Cascinelli N., Mariani L., Greco M., Saccozzi R., Luini A. et al. Twenty-year follow-up of a randomized study comparing breast-conserving surgery with radical mastectomy for early breast cancer. N. Engl. J. Med. 2002; 347(16): 1227-32.
6. McCahill L.E., Single R.M., Aiello Bowles E.J., Feigelson H.S., James T.A. et al. Variability in reexcision following breast conservation surgery. JAMA. 2012; 307(5): 467-75.
7. Waljee J.F., Hu E.S., Newman L.A., Alderman A.K. Predictors of re-excision among women undergoing breast-conserving surgery for cancer. Ann. Surg. Oncol. 2008; 15(5): 1297-303.
8. Olson T.P., Harter J., Muñoz A., Mahvi D.M., Breslin T. Frozen section analysis for intraoperative margin assessment during breast-conserving surgery results in low rates of re-excision and local recurrence. Ann. Surg. Oncol. 2007; 14(10): 2953-60.
9. D’Halluin F., Tas P., Rouquette S., Bendavid C., Foucher F., Meshba H. et al. Intra-operative touch preparation cytology following lumpectomy for breast cancer: a series of 400 procedures. Breast. 2009; 18(4):248-53.
10. Mesurolle B., El-Khoury M., Hori D., Phancao J.P., Kary S., Kao E., Fleiszer D. Sonography of postexcision specimens of nonpalpable breast lesions: value, limitations, and description of a method. AJR Am. J. Roentgenol. 2006; 186(4): 1014-24.
11. Ciccarelli G., Di Virgilio M.R., Menna S., Garretti L., Ala A., Giani R. et al. Radiography of the surgical specimen in early stage breast lesions: diagnostic reliability in the analysis of the resection margins. Radiol. Med. 2007; 112(3): 366-76.
12. St John E. et al. Abstract P2-12-20: Rapid evaporative ionisation mass spectrometry towards real time intraoperative oncological margin status determination in breast conserving surgery. Cancer Res. 2016; 76(4, Suppl.): P2-12-20-P2-12-20.
13. Balog J., Szaniszlo T., Schaefer K.C., Denes J., Lopata A., Godorhazy L. et al. Identification of biological tissues by rapid evaporative ionization mass spectrometry. Anal. Chem. 2010; 82(17): 7343-50.
14. Balog J., Sasi-Szabó L., Kinross J., Lewis M.R., Muirhead L.J., Veselkov K. et al. Intraoperative tissue identification using rapid evaporative ionization mass spectrometry. Sci. Transl. Med. 2013; 5(194): 194ra93.
15. Takáts Z., Wiseman J.M., Gologan B., Cooks R.G. Mass spectrometry sampling under ambient conditions with desorption electrospray ionization. Science. 2004; 306(5695): 471-3.
16. Dill A.L., Ifa D.R., Manicke N.E., Ouyang Z., Cooks R.G. Mass spectrometric imaging of lipids using desorption electrospray ionization. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 2009; 877(26): 2883-9.
17. Eberlin L.S., Norton I., Orringer D., Dunn I.F., Liu X., Ide J.L. et al. Ambient mass spectrometry for the intraoperative molecular diagnosis of human brain tumors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013; 110(5): 1611-6.
18. Hinsch A., Buchholz M., Odinga S., Borkowski C., Koop C., Izbicki J.R. et al., MALDI imaging mass spectrometry reveals multiple clinically relevant masses in colorectal cancer using large-scale tissue microarrays. J. Mass Spectrom. 2017; 52(3): 165-73.
19. Caprioli R.M., Farmer T.B., Gile J. Molecular imaging of biological samples: localization of peptides and proteins using MALDI-TOF MS. Anal. Chem. 1997; 69(23): 4751-60.
20. Chughtai K., R.M. Heeren R.M. Mass spectrometric imaging for biomedical tissue analysis. Chem. Rev. 2010; 110(5): 3237-77.
21. Wucher A., Cheng J., Winograd N. Protocols for three-dimensional molecular imaging using mass spectrometry. Anal. Chem. 2007; 79(15):5529-39.
22. Boxer S.G., Kraft M.L., Weber P.K. Advances in imaging secondary ion mass spectrometry for biological samples. Annu. Rev. Biophys. 2009; 38: 53-74.
23. Bluestein B.M., Morrish F., Graham D.J., Guenthoer J., Hockenbery D., Porter P.L., Gamble L.J. An unsupervised MVA method to compare specific regions in human breast tumor tissue samples using ToF-SIMS. Analyst. 2016; 141(6): 1947-57.
24. Kononikhin A., Zhvansky E., Shurkhay V., Popov I., Bormotov D., Kostyukevich Y. et al. A novel direct spray-from-tissue ionization method for mass spectrometric analysis of human brain tumors. Anal Bioanal. Chem. 2015; 407(25): 7797-805.
25. Борисова А.В., Стародубцева Н.Л., Козаченко А.В., Чаговец В.В., Салимова Д.Ф., Кононихин А.С., Коган Е.А., Адамян Л.В., Франкевич В.Е., Сухих Г.Т. Исследование очагов эндометриоза различной локализации методом прямой масс-спектрометрии. Акушерство и гинекология. 2016; 9: 101-8. http://dx.doi.org/10.18565/aig.2016.9.101-8
26. Wei Y., Chen L., Zhou W., Chingin K., Ouyang Y., Zhu T. et al. Tissue spray ionization mass spectrometry for rapid recognition of human lung squamous cell carcinoma. Sci. Rep. 2015; 5: 10077.
27. Eriksson L., Johansson E., Kettaneh-Wold N., Wold S. Introduction to multi- and megavariate data analysis using projection methods (PCA & PLS). Umeå, Sweden: Umetrics AB; 1999.
28. Wold S., Sjöström M., Eriksson L. PLS-regression: a basic tool of chemometrics. Chemometrics and Intelligent Laboratory Systems. 2001; 58(2): 109-30.
29. Ramírez de Molina A., Báñez-Coronel M., Gutiérrez R., Rodríguez-González A., Olmeda D., Megías D., Lacal J.C. Choline kinase activation is a critical requirement for the proliferation of primary human mammary epithelial cells and breast tumor progression. Cancer Res. 2004; 64(18): 6732-9.
30. Podo F., Sardanelli F., Iorio E., Canese R., Carpinelli G., Fausto A. Abnormal choline phospholipid metabolism in breast and ovary cancer: Molecular bases noninvasive imaging approaches. Curr. Med. Imaging Rev. 2007; 3(2): 123-37.
31. Podo F. Tumour phospholipid metabolism. NMR Biomed. 1999; 12(7):413-39.
32. de Certaines J.D., Larsen V.A., Podo F., Carpinelli G., Briot O., Henriksen O. In vivo 31P MRS of experimental tumours. NMR Biomed. 1993; 6(6): 345-65.
33. Negendank W. Studies of human tumors by MRS: A review. NMR Biomed. 1992; 5(5): 303-24.
Поступила 07.02.2017
Принята в печать 17.02.2017
Об авторах / Для корреспонденции
Токарева Алиса Олеговна, студент Московского физико-технического института.Адрес: 141700, Россия, Московская обл., г. Долгопрудный, Институтский пер., д. 9. Телефон: 8 (965) 1286886. E-mail: alisa.tokareva@phystech.edu
Чаговец Виталий Викторович, к.ф-м.н., с.н.с. лаборатории протеомики репродукции человека ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (926) 562-65-90. E-mail: vvchagovets@gmail.com
Чжихао Ван, студент Восточно-Китайского технологического университета, Наньчан, Китай. Телефон: 8 (926) 562-65-90. E-mail: frankevich@rambler.ru
Родионов Валерий Витальевич, д.м.н., зав. отделением патологии молочной железы ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (926) 562-65-90. E-mail: V_Rodionov@oparina4.ru
Кометова Влада Владимировна, к.м.н., с.н.с. патолого-анатомического отделения ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (926) 562-65-90. E-mail: v_kometova@oparina4.ru
Родионова Мария Валерьевна, к.м.н., врач-онколог отделения патологии молочной железы ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (926) 562-65-90. E-mail: m_Rodionova@oparina4.ru
Кононихин Алексей Сергеевич, к.ф.м.н., научный сотрудник лаборатории протеомики репродукции человека ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России. Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (916) 785-47-81. E-mail: a_kononihin@oparina4.ru
Стародубцева Наталия Леонидовна, к.б.н., зав. лабораторией протеомики репродукции человека ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (916) 463-98-67. E-mail: n_starodubtseva@oparina4.ru
Чингин Константин, профессор Восточно-Китайского технологического университета, Наньчан, Китай. Телефон: 8 (926) 562-65-90. E-mail: chingin.k@hotmail.com
Франкевич Владимир Евгеньевич, к.ф-м.н., руководитель отдела системной биологии в репродукции ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России. Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-07-88, доб. 2198. E-mail: v_frankevich@oparina4.ru
Хуаньвэнь Чэнь, профессор Восточно-Китайского технологического университета, Наньчан, Китай. Телефон: 8 (926) 562-65-90. E-mail: chingin.k@hotmail.com
Сухих Геннадий Тихонович, академик РАН, д.м.н., профессор, директор ФГБУ ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-18-00. E-mail: g_sukhikh@oparina4.ru
Для цитирования: Токарева А.О., Чаговец В.В., Чжихао Ван, Родионов В.В.,
Кометова В.В., Родионова М.В., Кононихин А.С.,
Стародубцева Н.Л., Чингин К., Франкевич В.Е., Хуаньвэнь Чэнь, Сухих Г.Т.
Прямая масс-спектрометрия как метод экспресс-идентификации опухолевой ткани
у больных раком молочной железы. Акушерство и гинекология. 2017; 4: 119-25.
http://dx.doi.org/10.18565/aig.2017.4.119-25
Также по теме
