Сравнительный анализ транскриптов клеток кумулюса при использовании различных триггеров овуляции в программах вспомогательных репродуктивных технологий

Ипен С.М., Бурменская О.В., Павлович С.В., Левков Л.А., Сыркашева А.Г., Кодылева Т.А., Абубакиров А.Н., Мишиева Н.Г., Трофимов Д.Ю.

1ФГБУ НЦАГиП им. В.И. Кулакова Минздрава, Москва, России 2ИПО ГБОУ ВПО Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России
Цель исследования. Изучение транскрипционного профиля (транскриптов) клеток кумулюса при использовании агониста гонадотропин рилизинг гормона (а-ГнРГ) или человеческого хорионического гонадотропина (чХГ) в качестве триггера овуляции. Материал и методы. В ходе проведенного исследования были проанализированы 179 образцов кумулюсных клеток от 35 пациенток, проходивших программу ЭКО/ИКСИ. Пациентки были разделены на 2 группы с учетом введенного триггера овуляции: I группа (n=17), где триггером являлся чХГ в дозе 10000 МЕ; II группа (n=18), где триггером являлся а-ГнРГ в дозе 0,2 мг. Был исследован уровень экспрессии мРНК 13 генов в кумулюсных клетках методом полимеразной цепной реакции с обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР) в реальном времени Результаты. Были выявлены различия в экспрессии CALM2 (0,08 против 0,05; P<0.0001), TRPM7 (0,82 против 0,70; P=0.007), ALCAM (0,26 против 0,37; P=.0008) и PFKP (3,46 против 4,70; P=0.0005). Все изменения были менее, чем в 2 раза. Экспрессия мРНК гена TP53I3 была выше в клетках кумулюса ооцитов, которые в дальнейшем сформировали бластоцисту (0,3 против 0,23; P=0,0304).

Ключевые слова

кумулюсные клетки
экспрессия генов
а-ГнРГ триггер
экстракорпоральное оплодотворение
бластоциста

В настоящее время большинство циклов лечения бесплодия методом экстракорпорального оплодотворения (ЭКО) проводятся с применением контролируемой стимуляции суперовуляции. Наиболее распространенным в клинической практике протоколом стимуляции яичников является протокол с антагонистами гонадотропин-рилизинг-гормона (ант-ГнРГ). Использование ант-ГнРГ подавляет на определенное время синтез эндогенного лютеинизирующего гормона (ЛГ), что позволяет управлять индуцированным менструальным циклом, предотвращая преждевременную лютеинизацию и делая возможным назначение триггера овуляции для получения зрелых ооцитов.

В естественном цикле пик ЛГ инициирует процесс овуляции и разрыв преовуляторного фолликула. На уровне клеток гранулезы пик ЛГ индуцирует разрыв межклеточных соединений между клетками гранулезы и отделение кумулюс-ооцитного комплекса (КОК), завершение мейотического деления и переход ооцита в фазу зрелости, а также лютеинизацию клеток гранулезы [1].

В течение длительного времени для индукции овуляции в циклах вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ) использовали введение человеческого хорионического гонадотропина (чХГ) – препарата, обладающего способностью связываться с рецепторами ЛГ и замещать его функцию. В 1974 году было показано, что ЛГ и чХГ имеют сходную структуру: идентичность α-субъединицы чХГ с α-субъединицей ЛГ, а также схожесть 85% их β-субъединиц позволяет чХГ связываться с ЛГ-рецептором и активировать его. Тем не менее, данные молекулы не являются абсолютными аналогами по строению и функции, так как чХГ имеет несколько большую по размерам молекулу, гораздо сильнее связывается с рецептором ЛГ и имеет более длительный период полувыведения.

Применение в качестве триггера овуляции препарата агониста гонадотропин рилизинг-гормона (а-ГнРГ) основано на способности данной молекулы замещать ГнРГ на его рецепторах, вызывая кратковременный пик эндогенного ЛГ, достаточный для овуляции.

Предполагается, что использование различных триггеров овуляции не оказывает влияние на качество получаемых в цикле ВРТ ооцитов и эмбрионов [2, 3]. В то же время возможное негативное влияние а-ГнРГ на исходы ВРТ реализуется за счет изменений в течении лютеиновой фазы, которые не могут быть компенсированы путем применения заместительной гормональной терапии [4, 5].

Более детальное изучение данной проблемы показало, что применение различных препаратов в качестве триггера овуляции приводит к различиям в эндокринном статусе периовуляторного периода. Анализ использования а-ГнРГ и чХГ для индукции овуляции показал значимые различия уровней стероидных гормонов и гонадотропинов в фолликулярной жидкости [6].

Кроме того, содержание в фолликулярной жидкости некоторых регуляторных факторов и факторов роста также различалось при использовании протоколов с различными триггерами овуляции [7, 8].

Следует учитывать, что содержание различных биологических веществ в фолликулярной жидкости может не полностью отражать биологические процессы, протекающие в КОК. Клетки кумулюса в процессе фолликулогенеза находятся в метаболическом симбиозе с развивающимся ооцитом, что делает их привлекательным субъектом для проведения исследований по сравнению с фолликулярной жидкостью. Так было показано, что профиль экспрессии генов стероидогенеза различается при использовании для индукции овуляции а-ГнРГ и чХГ [9].

Согласно полученным данным ряда исследователей, транскрипционный профиль клеток кумулюса может быть использован для прогнозирования качества эмбрионов и исходов программ ВРТ [10, 11].

Тем не менее, ни в одном из вышеперечисленных исследований не оценивали влияние а-ГнРГ и чХГ в качестве триггера овуляции на профиль экспрессии генов в клетках кумулюса.

Целью данной работы было изучение транскрипционного профиля (транскриптов) клеток кумулюса при использовании а-ГнРГ и чХГ в качестве триггера овуляции, а также возможности использования такого профиля в прогнозировании потенциала развития эмбрионов in vitro в программах ВРТ.

Материал и методы исследования

Данное исследование проводилось в период с 2014 по 2016 гг. на базе кафедры акушерства, гинекологии, перинатологии и репродуктологии ИПО Первого МГМУ им. И.М. Сеченова в условиях 1-го гинекологического отделения ФГБУ Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России. Исследование было одобрено комиссией по этике биомедицинских исследований при ГБОУ ВПО Первый МГМУ имени И.М. Сеченова Минздрава России.

В исследование были включены 35 пациентов с нормальным ответом яичников. Критериями включения были: возраст пациенток от 22 до 38 лет, регулярный менструальный цикл (25–34 дней), индекс массы тела 18–29 кг/м2, уровень ФСГ≤10 МЕ/л, менее 3 неудачных предыдущих попыток ЭКО. Всем пациентам проводили стимуляцию яичников с рекомбинантным фолликулостимулирующим гормоном (ФСГ) (гонал-ф, Serono Merck, Швейцария; или пурегон, Organon, Нидерланды) и/или очищенным человеческим менопаузальным гонадотропином (менопур, Ferring, Швейцария) со 2-го дня менструального цикла. Стартовые дозы индуктора варьировали от 118,5 МЕ до 300 МЕ в день. Первый ультразвуковой контроль выполняли после 5 дней стимуляции и корректировали дозу индуктора в зависимости от реакции яичников. При достижении лидирующих фолликулов размеров 14 мм начинали ежедневное использование ант-ГнРГ 0,25 мг/сутки (цетротид, Serono Merck, Швейцария) для предупреждения преждевременного пика ЛГ и продолжали до дня введения триггера овуляции. При наличии в яичниках трех или более фолликулов диаметром ≥17 мм вводили триггер овуляции в дозе 10 000 МЕ чХГ (прегнил, Organon, Нидерланды) в группе 1 (n=17) или 0,2 мг трипторелина (диферелин, Ипсен Фарма) в группе 2 (n=18). Примерно через 35–36 ч после введения триггера производили трансвагинальную пункцию яичников. Перенос эмбрионов производили на 3-и или 5-е сутки культивирования эмбрионов после пункции фолликулов. Всем пациентам, которым был произведен перенос эмбрионов, назначали поддержку лютеиновой фазы: пациентам группы 1 – в виде микронизированного прогестерона – 600 мг в сутки (утрожестан, Besins, Iscovesco, С.т.С., Петах-Тиква, Израиль) начиная со следующего дня после пункции фолликулов, пациентам группы 2 – препарат чХГ в дозе 1500 МЕ в день пункции фолликулов, а также препарат микронизированного прогестерона 600 мг в сутки (утрожестан) и 6 мг эстрадиола валерата (прогинова; Schering) ежедневно.

Изолирование КОК и получение клеток кумулюса

Все манипуляции проводились в стерильных условиях на термостатируемых поверхностях (37°С). КОК были получены во время трансвагинальной пункции яичников при помощи 19-дюймовой иглы. Аспирированные КОК поэтапно подвергались промывке с буферным раствором «Flushing medium» для очистки комплекса от клеток гранулезы и клеток крови. Далее, все КОК до отделения кумулюса инкубировались в среде для оплодотворения IVF medium (Origio, Denmark) в течение 2–3 часов. Перед проведением интрацитоплазматической инъекции сперматозоида в ооцит (ИКСИ) под контролем бинокулярного микроскопа ооциты были очищены (денудированы) от клеток кумулюса путем обработки в растворе, содержащем 60 МЕ/мл гиалуронидазы (Origio, Denmark) с максимальной экспозицией не более 30 секунд. Затем клетки промывали в среде «Flushing medium» (Origio, Denmark). Для разделения клеток кумулюса от клеток короны производилась первичная обработка КОК в лунке с раствором гиалуронидазы, затем ооцит-корона комплекс переносили в другую лунку без гиалуронидазы и в ней производили окончательную механическую очистку ооцита от окружающих его клеток лучистого венца (corona radiata – клетки короны), используя денудационные пипетки диаметром 140 мкм (Origio, Denmark). После денудации и промывки ооциты помещали в чашки с индивидуальными микрокаплями культуральной среды IVF medium (Origio, Denmark) в которых в дальнейшем проводили их инжектирование. Кумулюсные клетки собирали в стерильные пробирки эппендорф объемом 1,5 мл, содержащие раствор гуанидинтиоцианата для избежания деградации РНК (лизирующий раствор, наборы «Проба НК», производства ООО «НПФ ДНК-Технология», Россия). Клетки кумулюса и клетки короны собирали раздельно из разных лунок чашек для денудации. Объем промывочной среды с клетками кумулюса или клетками короны составлял от 350 до 400 мкл. Образцы клеток сразу помещали в морозильную камеру и хранили при температуре минус 80°С в течение всего времени до момента выделения РНК. Всего было собрано 179 образцов кумулюсных клеток.

Выделение РНК и проведение полимеразной цепной реакции с обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР)

Для выделения нуклеиновых кислот использовали наборы «Проба НК». Метод основан на лизисе клеток в 4 М растворе гуанидинтиоцианата и осаждении нуклеиновых кислот изопропанолом в присутствии соосадителя с последующими отмывками этанолом и ацетоном.

Методом количественной ОТ-ПЦР в режиме реального времени в кумулюсных клетках исследован уровень экспрессии мРНК 13 генов: гиалуронан-синтетазы 2 (HAS2), кальмодулина (CALM2), простагландин синтетазы 2 (PTGS2), инозитол-трифосфат 3 киназы А (ITPKA), гремлина (GREM1), транзиторного рецептора потенциал-зависимых катионных каналов седьмой в подсемействе М (TRPM7), молекулы клеточной адгезии активи­рованных лейкоцитов (ALCAM или CD166), синдекана 4 (SDC4), версикана (VCAN), супрессора цито­киновой сигнализации, содержащего SPRY-домен (SPSB2), p53-индуцируемого опухолевого протеина 3 (TP53I3), тромбоцитарной изоформы фосфофруктокиназы (PFKP) и прогестеронового рецептора (PGR) (все реактивы производства ООО «НПФ ДНК-Технология», Россия).

Реакцию обратной транскрипции (синтез кДНК из полученной РНК) проводили в объеме 40 мкл. В качестве праймеров для обратной транскрипции использовали разработанные специфические олигонуклеотиды и обратную транскриптазу M-MuLV. Реакцию проводили при температуре 40°С в течение 30 минут, с последующей инактивацией обратной транскриптазы при 95°С в течение 5 минут. Амплификацию осуществляли в режиме реального времени с измерением уровня флуоресценции по каналу FAM на каждом цикле при температуре отжига праймеров 64°С. В работе использовали высокоспецифичные в отношении мРНК олигонуклеотиды, не отжигающиеся на матрице геномной ДНК, что позволило исключить этап отработки образцов ДНК-азой. Реакцию ставили в двух повторах для каждой точки. Для постановки ПЦР в реальном времени использовали Taq-полимеразу с антителами (Taq-AT), позволяющую осуществить реализацию «горячего старта».

Нормировка уровня экспрессии исследуемых генов осуществлялась методом сравнения пороговых циклов (метод ΔCq) относительно трех референсных генов B2M, TBP, GUSB.

Анализ экспрессии по каждому гену проводили с учетом образованием бластоцист из ооцитов, от которых получены кумулюсные клетки. Группу экспрессии A составляли образцы клеток кумулюса, из ооцитов которых были получены бластоцисты, группу B – из которых бластоцист получено не было.

Статистическую обработку результатов исследования уровней экспрессии генов проводили с использованием методов непараметрического анализа. Исследованные количественные показатели представлены в виде Ме (1Q-3Q), где Ме – медиана, 1Q – нижний квартиль, 3Q – верхний квартиль. Для сопоставления двух групп по количественным признакам использован U-критерий Манна–Уитни. Различие между группами полагали статистически значимым при p<0,05. Обработку полученных результатов проводили в программном пакете StatSoft Statistica 10.0 и IBM SPSS Statistics, версия 22.

Результаты исследования

Для анализа были отобраны 179 КОК. Образцы клеток были разделены соответственно на 2 группы в зависимости от использованного триггера овуляции.

Группу 1 составили 86 КОК, полученных от 17 пациенток, при использовании в качестве триггера овуляции чХГ. Группу 2 составили 93 КОК, полученных от 18 пациенток, при использовании в качестве триггера овуляции а-ГнРГ.

Параметры сравнения исследуемых групп представлены в табл. 1.

При анализе результатов экспрессии мРНК исследуемых генов в кумулюсных клетках в двух группах получены достоверные различия в уровне экспрессии 4 из 13 генов: CALM2, ALCAM, PFKP и TRPM7 (табл. 2). В группе с использованием а-ГнРГ в качестве триггера было выявлено повышение уровня экспрессии мРНК генов ALCAM и PFKP в 1,4 раза. В то же время уровень экспрессии мРНК генов CALM2 и TRPM7 был снижен в 1,6 и 1,2 раза соответственно по сравнению с образцами кумулюсных клеток, полученных при использовании чХГ в качестве триггера овуляции.

Различия в экспрессии генов кумулусными клетками в группах триггеров а-ГнРГ и чХГ были выявлены среди генов CALM2 (0,08 против 0,05; P<0,0001), TRPM7 (0,82 против 0,70; P=0,007), ALCAM (0,26 против 0,37; P=0,0008) и PFKP (3,46 против 4,70; P=0,0005) (табл. 2).

Относительно генов HAS2 (0,20 против 0,20; P=0,575), PTGS2 (0,81 против 1,14; P=0,0741), ITPKA (0,29 против 0,24; P=0,141), GREM1 (0,59 против 0,52; P=0,273), SDC4 (0,66 против 0,68; P=0,659), VCAN(12,48 против 13,0; P=0,548), SPSB2 (0,02 против 0,03; P=0,102), TP5313 (0,24 против 0,24; P=0,483) и PGR (0,47 против 0,46; P=785) значимых различий выявлено не было.

Следует отметить, что экспрессия мРНК генов не имела корреляционной связи с уровнем эстрадиола в крови пациенток в день назначения триггера овуляции (р>0,05).

При стратификации образцов в зависимости от формирования бластоцисты получены достоверные различия только для гена TP53I3. Экспрессия мРНК гена TP53I3 была выше в 1,3 раза в клетках кумулюса, из ооцитов которых в дальнейшем были получены бластоцисты по сравнению с кумулюсом, окружающим ооциты из которых бластоциста не развилась (0,3 vs 0,23; P=0,0304).

Обсуждение

Применение препаратов а-ГнРГ в качестве триггера овуляции в программах ВРТ используется для профилактики развития синдрома гиперстимуляции яичников (СГЯ) [12]. Предупреждая развитие СГЯ, препараты а-ГнРГ не оказывают негативного влияния на эмбриологические показатели, гормональный статус пациенток и клинические исходы ВРТ [13, 14].

Тем не менее, в настоящее время изучается влияние использования а-ГнРГ для финального созревания ооцитов на развитие фолликулов и КОК. В 2016 году A. Gurbuz и соавт. продемонстрировали различия в морфокинетических параметрах ранних эмбрионов человека при использовании а-ГнРГ и чХГ в качестве триггеров овуляции [15]. Данная работа подчеркивает необходимость проведения дальнейших исследований биологии фолликулогенеза и оогенеза при применении различных протоколов стимуляции суперовуляции. Поэтому цель нашей работы состояла в исследовании транскрипционного профиля генов, задействованных в регуляции клеточного цикла и пролиферации, ионного гомеостаза, клеточной адгезии и миграции, энергетическом обмене, тканевой дифференцировки, апоптозе и клеточной сигнализации в образцах кумулюса пациенток при использовании различных тригеров овуляции: а-ГнРГ и чХГ. Выбор этих генов был обоснован литературными данными об ассоциации уровня их экспрессии в кумулюсных клетках с качеством ооцитов, потенциалом эмбрионов и исходом программ ВРТ [16–19].

В результате проведенного исследования установлено, что экспрессия 4 генов была изменена при использовании в качестве триггера овуляции а-ГнРГ: CALM2, TRPM7, ALCAM и PFKP, причем экспрессия двух последних генов была повышена при использовании а-ГнРГ в качестве триггера овуляции.

Продукт гена CALM2 является Ca2+-связывающим белком, который задействован в сигнальных путях регуляции клеточного цикла и пролиферации. Были выявлены различия в экспрессии мРНК гена CALM2 (в группе 1 Me=0,08, в группе 2 Ме=0,05; р<0,0001).

Продукт гена TRPM7 является серин/треонин- протеинкиназой. Активность данной протеинкиназы имеет важное значение для функционирования ионных каналов, которые служат увеличению внутриклеточного содержания кальция и магния, тем самым участвуют в регуляции ионного гомеостаза. Были выявлены различия в экспрессии мРНК гена TRPM7 (в группе 1 Me=0,82, в группе 2 Me=0,70; p=0,007).

Продукт гена ALCAM, также известного как CD 166 (кластер дифференцировки166), представляет собой мембранный белок, участвующий во взаимодействии клеток между собой и внеклеточным матриксом и является геном молекулы клеточной адгезии активированных лейкоцитов. Было показано, что данный ген вовлечен в процесс начала имплантации эмбрионов человека [20]. Экспрессия мРНК гена ALCAM была ниже в группе 1 (0,26 против 0,37; р=0,0008)

Ген PFKP кодирует синтез одной из изоформ (тромбоцитарная) фосфофруктокиназы (ФФК). Высокая экспрессия данного гена обнаружена также в фибробластах. ФФК катализирует необратимую конверсию фруктозо-6-фосфата в фруктозо-1,6-бисфосфат, являясь основным регуляторным ферментом гликолиза. Экспрессия мРНК гена PFKP была ниже в группе 1 (3,46 против 4,70; р=0,0005).

Согласно данным литературы хорошее качество эмбрионов ассоциировано с высокими уровнями экспрессии мРНК генов CALM2, TRPM7, ALCAM и PFKP [19]. Учитывая отсутствие различий между группами по клиническим и эмбриологическим показателям, таким как качество и степень зрелости ооцитов, частота оплодотворения, качество эмбрионов на 3-и и 5-е сутки, частота имплантации эмбрионов, наступления беременности и живорождения, выявленные различия в уровне экспрессии генов в кумулюсных клетках в двух группах не являются негативными и представляют собой, по-видимому, вариант нормы в данных физиологических условиях. По мнению ряда авторов, изменения менее чем в 1,5 раза могут не оказывать значительного влияния на функциональное состояние КОК и, в конечном счете, существенного влияния на качество получаемых ооцитов [21–23].

Единственным геном, высокий уровень экспрессии которого был ассоциирован с формированием бласоцисты, был TP53I3. Данный ген классифицирован как ген, кодирующий продукцию белка, схожего по функциям с оксидоредуктазами; участвует в регуляции углеводного обмена и апоптозе клеток. В исследовании E. Fragouli и соавт. было установлено, что экспрессия мРНК гена TP53I3 ниже в кумулюсных клетках, окружающих ооциты с анеуплоидным набором хромосом [17]. Выявленная нами ассоциация высокого уровня экспрессии данного гена с благоприятным прогнозом формирования бластоцист, по-видимому, может быть обусловлена блокировкой деления бластомеров при некоторых видах анеуплоидий и несбалансированных геномных перестройках.

Таким образом, наши исследования показали, что экспрессия некоторых генов в группах с различными триггерами овуляции может отличатся. Однако эти различия были менее чем в 2 раза и, возможно, не оказывали существенного влияния на качество полученных ооцитов и эмбрионов.

Выводы

  1. Значимых различий в экспрессии генов, отвечающих за синтез гиалуроновой кислоты (HAS2), синтез простаноидов (PTGS2), клеточную сигнализацию (ITPKA,SDC4, SPSB2), участвующих в процессах пролиферации и апоптоза (VSCAN, TP53I3), в группах с использованием в качестве триггеров овуляции а-ГнРГ и чХГ не выявлено.
  2. Использование а-ГнРГ в протоколах стимуляции суперовуляции приводит к повышению экспрессии в клетках кумулюса мРНК генов ALCAM, PFKP в 1,4 раза и понижению CALM2 и TRPM7 соответственно в 1,6 и 1,2 раза.
  3. Установлена ассоциация высокого уровня экспрессии мРНК гена TP53I3 с благоприятным прогнозом формирования бластоцисты.
  4. Полученные данные свидетельствует в пользу того, что при проведении контролируемой стимуляции яичников в циклах ЭКО назначение различных типов триггера овуляции не оказывает влияние на качество получаемых ооцитов и в дальнейшем эмбрионов, происходящих из них.

Список литературы

1. Homburg R. The physiology of ovulation. In: Homburg R. Ovulation induction and controlled ovarian stimulation. A practical guide. Springer;2014: 7-23.

2. Humaidan P., Papanikolaou E.G., Tarlatzis B.C. Reply: GnRHa to trigger final oocyte maturation: a time to reconsider. Hum. Reprod. 2010; 25(3): 807-8.

3. Acevedo B., Gomez-Palomares J.L., Ricciarelli E., Hernández E.R. Triggering ovulation with gonadotropin-releasing hormone agonists does not compromise embryo implantation rates. Fertil. Steril. 2006; 86(6): 1682-7.

4. Casper R.F. Reducing the risk of OHSS by GnRH agonist triggering. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2015; 100(12): 4396-8.

5. Ding L.J., Wang B., Shen X.Y., Yan G.J., Zhang N.Y., Hu Y.L. et al. Withdrawal of GnRH agonist decreases oestradiol and VEGF concentrations in high responders. Reprod. Biomed. Online. 2013; 27(2): 131-9.

6. Andersen C., Humaidan P., Ejdrup H., Bungum L., Grondahl M., Westergaard L. Hormonal characteristics of follicular flluid from women receiving either GnRH agonist or hCG for ovulation. Hum. Reprod. 2006; 21(8): 2126-30.

7. Humaidan P., Westergaard L., Mikkelsen L., Fukuda A., Yding Andersen C. Levels of the epidermal growth factor-like peptide amphiregulin in follicular fluid reflect the mode of triggering ovulation: a comparison between gonadotrophin-releasing hormone agonist and urinary human chorionic gonadotrophin. Fertil. Steril. 2011; 95(6): 2034-8.

8. Cerrillo M., Pacheco A., Rodriguez S., Delgado F., Pellicer A., García-Velasco J. Effect of GnRH agonist and hCG treatment on VEGF, angiopoietin-2, and VE-cadherin: trying to explain the link to ovarian hyperstimulation syndrome. Fertil. Steril. 2011; 95(8): 2517-9.

9. Haas J., Ophir L., Barzilay E., Yerushalmi G.M., Yung Y., Kedem A. et al. GnRH agonist vs. hCG for triggering of ovulation – differential effects on gene expression in human granulosa cells. PLoS One. 2014; 9(3): e90359.

10. Gebhardt K.M., Feil D.K., Dunning K.R., Lane M., Russell D.L. Human cumulus cell gene expression as a biomarker of pregnancy outcome after single embryo transfer. Fertil. Steril. 2011; 96(1): 47-52. e2.

11. Ekart J., Mcnatty K., Hutton J., Pitman J. Ranking and selection of MII oocytes in human ICSI cycles using gene expression levels from associated cumulus cells. Hum. Reprod. 2013; 28(11): 2930-42.

12. Мартазанова Б.А., Мишиева Н.Г., Абубакиров А.Н. Замена триггера овуляции как метод профилактики развития синдрома гиперстимуляции яичников. Акушерство и гинекология. 2014; 5: 15-8.

13. Мартазанова Б.А., Мишиева Н.Г., Ведихина И.А., Аксененко А.А., Ипен С.М., Ибрагимова М.Х., Иванец Т.Ю., Абубакиров А.Н. Гормональный профиль после замены триггера овуляции у женщин с высоким риском развития синдрома гиперстимуляции яичников. Акушерство и гинекология. 2015; 6: 84-90.

14. Engmann L., DiLuigi A., Schmidt D., Nulsen J., Maier D., Benadiva C. The use of gonadotropin-releasing hormone (GnRH) agonist to induce oocyte maturation after cotreatment with GnRH antagonist in high-risk patients undergoing in vitro fertilization prevents the risk of ovarian hyperstimulation syndrome: a prospective randomized controlled study. Fertil. Steril. 2008; 89(1): 84-91.

15. Gurbuz A.S., Gode F., Uzman M.S., Ince B., Kaya M., Ozcimen N. et al. GnRH agonist triggering affects the kinetics of embryo development: a comparative study. J. Ovarian Res. 2016; 9: 22.

16. Anderson R.A., Sciorio R., Kinnell H., Bayne R.A., Thong K.J., de Sousa P.A., Pickering S. Cumulus gene expression as a predictor of human oocyte fertilisation, embryo development and competence to establish a pregnancy. Reproduction. 2009; 138(4): 629-37.

17. Fragouli E., Wells D., Iager A.E., Kayisli U.A., Patrizio P. Alteration of gene expression in human cumulus cells as a potential indicator of oocyte aneuploidy. Hum. Reprod. 2012; 27(8): 2559-68.

18. Assou S., Haouzi D., De Vos J., Hamamah S. Human cumulus cells as biomarkers for embryo and pregnancy outcomes. Mol. Hum. Reprod. 2010; 16(8): 531-8.

19. Wathlet S., Adriaenssens T., Segers I., Verheyen G., Van de Velde H., Coucke W. et al. Cumulus cell gene expression predicts better cleavage-stage embryo or blastocyst development and pregnancy for ICSI patients. Hum. Reprod. 2011; 26(5): 1035-51.

20. Fujiwara H., Tatsumi K., Kosaka K., Sato Y., Higuchi T., Yoshioka S. et al. Human blastocysts and endometrial epithelial cells express activated leukocyte cell adhesion molecule (ALCAM/CD166). J. Clin. Endocrinol. Metab. 2003; 88(7): 3437-43.

21. Borgbo T., Povlsen B.B., Andersen C.Y., Borup R., Humaidan P., Grøndahl M.L. Comparison of gene expression profiles in granulosa and cumulus cells after ovulation induction with either human chorionic gonadotropin or a gonadotropin-releasing hormone agonist trigger. Fertil. Steril. 2013; 100(4): 994-1001.

22. Yerushalmi G.M., Salmon-Divon M., Yung Y., Maman E., Kedem A., Ophir L. et al. Characterization of the human cumulus cell transcriptome during final follicular maturation and ovulation. Mol. Hum. Reprod. 2014; 20(8): 719-35.

23. de los Santos M.J., García-Láez V., Beltrán-Torregrosa D., Horcajadas J.A., Martínez-Conejero J.A., Esteban F.J. et al. Hormonal and molecular characterization of follicular fluid, cumulus cells and oocytes from pre-ovulatory follicles in stimulated and unstimulated cycles. Hum. Reprod. 2012; 27(6): 1596-605.

Поступила 16.12.2017

Принята в печать 23.12.2017

Об авторах / Для корреспонденции

Ипен Снеха Мари, аспирант ГБОУ ВПО Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России. Адрес: 119991, Россия, Москва, ул. Большая Пироговская, д. 2-4. Телефон: 8 (926) 003-26-00. Е-mail: dr.snehaeapen@gmail.com
Бурменская Ольга Владимировна, д.б.н., с.н.с. лаборатории молекулярно-генетических методов ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-13-41. E-mail: o_bourmenskaya@oparina4.ru
Павлович Станислав Владиславович, к.м.н., ученый секретарь ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-20-88. E-mail: s_pavlovich@oparina4.ru
Левков Лев Алексеевич, к.м.н., советник директора, научный консультант по клинической эмбриологии 1-го гинекологического отделения ФГБУ НЦАГиП
им. академика В.И. Кулакова Минздрава России. Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (985) 861-63-44. Е-mail: l_levkov@oparina4.ru
Сыркашева Анастасия Григорьевна, научный сотрудник отдела научного планирования и аудита ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117815, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-25-01. E-mail: anast.syrkasheva@gmail.com
Кодылева Татьяна Александровна, эмбриолог 1 -го гинекологического отделения ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Телефон: 8 (495) 438-26-22. E-mail: t_kodyleva@oparina4.ru
Абубакиров Айдар Назимович, к.м.н., руководитель 1-го гинекологического отделения ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-26-22. Е-mail: nondoc555@yahoo.com
Мишиева Нонна Годовна, д.м.н., в.н.с. 1-го гинекологического отделения ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-26-22. E-mail: nondoc555@mail.ru
Трофимов Дмитрий Юрьевич, д.б.н., зав. отделом клинической и молекулярной генетики ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, России, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (916) 614-49-22. E-mail: d_trofimov@oparina4.ru

Для цитирования: Ипен С.М., Бурменская О.В., Павлович С.В., Левков Л.А.,
Сыркашева А.Г., Кодылева Т.А., Абубакиров А.Н., Мишиева Н.Г., Трофимов Д.Ю. Сравнительный анализ транскриптов клеток кумулюса при использовании различных триггеров овуляции в программах вспомогательных репродуктивных технологий. Акушерство и гинекология. 2017; 5: 82-8.
http://dx.doi.org/10.18565/aig.2017.5.82-8

Также по теме

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.