Оценка состава и стабильности микробиоты влагалища у беременных в процессе динамического наблюдения

Ходжаева З.С., Припутневич Т.В., Муравьева В.В., Гусейнова Г.Э., Горина К.А.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова» Минздрава России, Москва
Цель исследования. Изучить особенности микробиоты влагалища и ее стабильность у женщин в процессе динамического наблюдения в течение беременности.
Материалы и методы. Обследованы 26 женщин в возрасте от 18 до 40 лет на протяжении беременности (в I–III триместрах). Критерии включения: первобеременные женщины в возрасте от 18 до 40 лет с одноплодной беременностью. Критерии исключения: врожденные пороки развития у плода, отягощенная соматическая патология у беременных. Проведено комплексное микробиологическое исследование вагинальной микробиоты.
Результаты. Вагинальные микробные сообщества (community state type, CST) были подразделены на следующие типы: CSTI – L. crispatus; CSTII – L. gasseri; CSTIII – L. iners; CSTIV – L. jensenii; CSTV – доминирование условно-патогенных микроорганизмов. По результатам исследования лидирующими были: CSTII (23,1–42,3%), CSTI (26,9–38,5%) и CSTIV (23,1%), тогда как CSTIII составило 7,7%. У подавляющего большинства (96,2%) беременных видовой состав микроорганизмов оставался относительно постоянным, и только у одной (3,8%) беременной он претерпевал значительные изменения. Анализ исходов беременности показал, что у 20 (76,9%) женщин беременность завершилась в срок рождением живых здоровых детей, у 6 (23,1%) диагностирован преждевременный разрыв плодных оболочек на сроках беременности 27–35 недель. У женщин с преждевременным разрывом плодных оболочек отмечены выраженные дисбиотические изменения вагинальной микрофлоры.
Заключение. Выполнение комплексного микробиологического исследования позволило получить новые сведения о составе микробиоты влагалища у беременных и оценить изменения микробного сообщества, которые могут повлиять на исход беременности. Своевременная коррекция микроэкологических нарушений вагинального биотопа позволит предотвратить развитие инфекционных осложнений во время беременности и в послеродовом периоде. Оценка влагалищной микробиоты при беременности может иметь прогностическую, диагностическую и терапевтическую ценность.

Ключевые слова

микробиота влагалища
микробное сообщество
беременные
динамика
лактобациллы

Согласно данным литературы, имеется взаимосвязь состояния вагинальной микробиоты и осложнений беременности [1–3]. Микрофлора влагалища характеризуется разнообразием видового состава и разделяется на облигатную и транзиторную. Колонизационная резистентность вагинального биотопа обеспечивается лактобациллами – резидентной составляющей вагинальной микрофлоры. Транзиторный компонент микрофлоры представлен условно-патогенными микроорганизмами (УПМ), которые в силу конкурентного сдерживания колонизируют влагалище в низких титрах. Под влиянием эндогенных и экзогенных воздействий на организм женщины может происходить нарушение состояния гармоничного равновесия между лактобациллами и УПМ, что приводит к дисбалансу микрофлоры и развитию инфекционного процесса [4, 5]. В литературе сообщается о роли дисбиотических нарушений микробиоценоза влагалища в развитии инфекционных осложнений беременности, родов и послеродового периода [6], их возможной связи с определенными видами лактобацилл и нестабильностью вагинальной микробиоты. Имеются сообщения о том, что состав влагалищной микрофлоры изменяется в зависимости от гестационного срока, а доминирующими в норме являются лактобациллы четырех видов: L. crispatus, L. jensenii, L. gasseri и L. iners [7].

Цель настоящего исследования: изучить особенности микробиоты влагалища и ее стабильность у женщин в процессе динамического наблюдения в течение беременности.

Материалы и методы

Обследованы 26 женщин в возрасте от 18 до 40 лет на протяжении беременности (в I–III триместрах). Критерии включения: первобеременные женщины в возрасте от 18 до 40 лет с одноплодной беременностью. Критерии исключения: врожденные пороки развития у плода, отягощенная соматическая патология у беременных.

Комплексное микробиологическое исследование включало оценку микробиоценоза влагалища по данным микроскопии мазка вагинального отделяемого, окрашенного по Граму, и культурального исследования в соответствии с медицинской технологией «Интегральная оценка состояния микробиоты влагалища. Диагностика оппортунистических вагинитов». Вагинальное отделяемое засевали на стандартные питательные среды. Для выделения факультативно-анаэробных микроорганизмов использовали: колумбийский агар, маннит-солевой агар (Сonda, Испания), среду Эндо и агар Сабуро (ФГУН «ГИЦПМ и Б», Оболенск, Россия). Лактобациллы культивировали на среде лактобакагар (ФГУН «ГИЦПМ и Б», Оболенск, Россия), строгие анаэробы – на прередуцированном агаре Schaedler (Сonda, Испания) с необходимыми добавками. Инкубировали посевы в условиях СО2-инкубатора (Jouan, Франция). Строгие анаэробы и лактобациллы культивировали в анаэробном боксе (Jouan, Франция) в атмосфере трехкомпонентной газовой смеси (N2 – 80%; CO2 – 10%; Н2 – 10%). Видовую идентификацию микроорганизмов проводили методом MALDI TOF MS с использованием времяпролетного масс-спектрометра AutoFlex III c программным обеспечением MaldiBioTyper (BrukerDaltoniks, Германия), который ранее помог идентифицировать 101 выделенный штамм лактобацилл до вида, из которых 76,3% культур были определены в высоком титре (lg score – 1,9–>2) и 23,7% в низком(lg score <1,9).

Статистический анализ. При статистической обработке полученных результатов для оценки значимости различий по частоте встречаемости состояний микробиоты (нормоценоза и нарушения микроценоза) между триместрами использовали метод χ2. Анализ динамики видовой представленности микробиоты проводился с учетом частоты изменения состава по триместрам. Оценивалась доля видов, не меняющихся по представленности от триместра к триместру, для каждой пациентки. Для изучения зависимости количества видов, по-разному изменяющих свою степень обсемененности, от перехода между триместрами проводился расчет точного критерия Фишера для каждой пациентки: проводилось сравнение частоты повышения концентрации видов и понижения (повышение или понижение: бинарный признак) при переходе между триместрами I–II (1-я группа) и между триместрами II–III (2-я группа). Такой расчет проводился для каждой беременной, участвовавшей в исследовании, то есть 26 раз.

Для всех видов анализа статистически значимыми считали значения р<0,05. Статистическая обработка проведена с применением пакета прикладных программ Statistica 7.0 и дополнительных программных разработок на языке Python 2.7 и его библиотек: Sklearn, Skipy, Pandas, Matplotlib.

Для описания данных в статье использовали следующие форматы:

  • качественные показатели, представленные в абсолютных (n) и (%) относительных величинах в формате описательной статистики n (%):
  • частота выявления различных состояний микробиоты у беременных в процессе дина­мического наблюдения по триместрам;
  • частота выявления вагинальных микробных сообществ с разной степенью обсемененности по триместрам;
  • частота выявления беременных с относительно стабильным или вариабельным видовым составом микробиоты между триместрами;
  • количественные показатели, имеющие отличное от нормального распределение, описанные в виде медианы (Me) и квартилей Q1и Q3 в формате Me (Q1;Q3):
  • количество видов с неизменной степенью обсемененности между триместрами; распределение по пациенткам.

Результаты

По результатам комплексного микробиологического исследования проведена оценка состояния микробиоценоза влагалища у обследованных женщин в процессе динамического наблюдения (табл. 1), а также произведен расчет статистической значимости частоты встречаемости основных состояний микробиоты по триместрам методом χ2 (табл. 2).

Результаты применения критерия χ2 показали, что в частотах встречаемости нормоценоза (Н) и нарушений микроценоза (суммарно) в I–III триместрах статистически значимые отличия не были обнаружены (при сравнении I и II триместров, р=0,31; II и III триместров, р=0,07; I и III триместра, p=0,69). Однако наиболее частые состояния и тенденции были выявлены. Из таблицы 1 следует, что наиболее часто встречающимся состоянием микробиоты был Н, выявление которого в I–III триместрах беременности составило 42,3; 50,0 и 53,8% случаев соответственно. Нарушение вагинальной микроэкологии отмечено соответственно в 57,7%; 50,0% и 46,2% случаях. Установлено, что по мере увеличения срока гестации наблюдалась тенденция к сокращению случаев отклонения от нормы с 57,7 до 46,2%, что, по-видимому, является благоприятным прогностическим фактором успешного пролонгирования беременности. Вторым по частоте встречаемости вариантом микроценоза был аэробный (неспецифический) вагинит (АВ). В динамике этот показатель был практически неизменным (по 30,8% случаев в каждом триместре) и отмечался как моноинфекция (23,1; 26,9 и 23,1% беременных соответственно) либо в сочетании с кандидозным вульвовагинитом (КВ) (7,7; 3,8 и 7,7% соответственно). Дрожжевые грибы рода Candida наиболее часто выделяли у пациенток в I триместре (30,8%) и несколько реже — во II и III триместрах (23,1 и 23,1% соответственно). Известно, что грибы рода Candida способны вегетировать во влагалище в ассоциации со многими видами УПМ на фоне кислого и щелочного значений рН. В нашем наблюдении их выявляли при классическом варианте КВ, при сочетании КВ с АВ, мезоценозом (М), а также при бессимптомном кандидоносительстве. Нами не было зарегистрировано ни одного случая бактериального вагиноза (БВ). В трех случаях выявлен М (состояние промежуточное между Н и БВ): в двух случаях – в I триместре (7,7%) и в одном – в III триместре (3,8%).

На рисунке представлен видовой состав вагинальной микробиоты пациенток в динамике по триместрам.

Как видно из таблицы 3, условно выделены 5 преобладающих типов CST (степень обсемененности лактобацилл – 105 и более КОЕ/мл). В 4 из них соответственно преобладали следующие лактобациллы: CSTI – L. crispatus; CSTII – L. gasseri; CSTIII – L. iners; CSTIV – L. jensenii; тогда как для CSTV характерно доминирование разнообразных УПМ.

Видовой спектр лактобацилл был представлен 11 видами. Лидирующими были 4 вида: L. crispatus (26,9–38,5%), L. gasseri (23,1–42,3%), L. jensenii (23,1%) и L. iners (7,7%). Доля прочих видов (L. fermentum, L. salivarius, L. galinarum, L. oris, L. delbrueckii, L. paracasei, L. rhamnosus) составила от 1,0 до 3,8%.

Изменение общей видовой представленности между I–II и II–III триместрами оценивалось по количеству видов, у которых степень обсемененности повысилась, понизилась и осталась неизменной. Всего была исследована представленность 26 видов микроорганизмов. Между I и II триместрами у пациенток не изменялась степень обсемененности по 22 (22; 23) видам; между II и III триместром – 22 (21; 23, 75). Эти данные свидетельствуют о стабильности видового состава микроорганизмов в течение беременности. Анализ зависимости частоты видов, по-разному изменяющих свою степень обсемененности, от перехода между триместрами I–II или II–III был выполнен при помощи точного критерия Фишера, который показал высокий уровень значимости (p=0,02) только в одном случае (3,8%) из 26 пациенток (полные результаты применения критерия Фишера см. в табл. 4). Таким образом, у подавляющего большинства беременных (25 (96,2%)) видовой состав микроорганизмов оставался относительно постоянным даже с учетом локальных вариаций в характере изменения видовой представленности между триместрами, и только для 1 (3,8%) беременной он претерпел значительные изменения в течение всей беременности.

У беременных с преждевременным разрывом плодных оболочек (ПРПО) в 27–35 недель беременности наблюдались дисбиотические нарушения. При посеве отделяемого из цервикального канала после излития околоплодных вод УПМ выделены у 5 женщин. Из них в одном случае был выделен Enterococcus faecalis в монокультуре, а у других обнаружены ассоциации: E. coli + E. faecalis, S. hominis+ C. albicans, E. coli + S. lugdunensis + S anginosus + G. vaginalis и S. epidermidis + S. agalactiae+ E. faecalis + S. lugdunensis соответственно каждому случаю. У одной пациентки УПМ не обнаружены. У 4 из 6 женщин также выделены лактобациллы: в 3 случаях – L. gasseri и в 1 – L. iners. У 2 женщин без роста лактобацилл в предыдущем посеве также выявлен вид L. gasseri. Обращает на себя внимание, что у 5 пациенток из 6 в течение наблюдения отмечен хотя бы один эпизод АВ. Полученные результаты могут служить основой для изучения взаимосвязи между вагинальной микробиотой и неблагоприятным исходом беременности.

Обсуждение

Проведенное динамическое исследование вагинальной микробиоты показало отсутствие статистически значимой разницы в частоте Н и микроэкологических нарушений (суммарно) во все периоды наблюдения. В то же время наметилась тенденция возрастания случаев Н к концу гестационного периода с 42,3% в I триместре до 53,8% в III триместре. Среди нарушений микробиоты во всех триместрах наиболее часто отмечали АВ (у каждой третьей женщины в каждом триместре). При Н в динамике из этиологически значимых УПМ выделяли Enterococcus faecalis (18,2–42,9%) и Escherichia coli (18,2– 21,4%), всегда в низких титрах. При АВ наиболее часто высевали Enterococcus faecalis, с выраженной тенденцией к возрастанию от I к III триместру от 16,7 до 87,5%, Escherichia coli (25,0–37,5%) и стрептококки 3 видов: S. anginosus, S. agalactiae и S. oralis (в III триместре обнаружен только S. agalactiae – 25,0%). УПМ при АВ чаще высевали в умеренных или высоких титрах. Обращает на себя внимание высокая степень присутствия указанных УПМ как при Н, так и при АВ. Полученные нами данные о частоте выявления УПМ факультативно-анаэробного происхождения согласуются с результатами других исследований [8]. Дрожжевые грибы рода Candida наиболее часто выделяли у пациенток в I триместре (30,8%) и несколько реже во II и III триместрах (23,1% и 23,1% соответственно) при различных вариантах микробиоценоза. Что касается БВ и М, ассоциированных со строгими анаэробами и Gardnerella vaginalis, то в нашем исследовании эти варианты микробиоценоза встречались редко. В исследовании R. Romero и соавт. [9] было показано, что обилие видов, ассоциированных с БВ, редко наблюдается у женщин, родивших в срок. При патологическом течении беременности частота таких нарушений встречается чаще [10].

Анализ исходов беременности показал, что у 20 (76,9%) женщин беременность завершилась рождением живых здоровых новорожденных, у 6 (23,1%) имели место преждевременное излитие околоплодных вод в 27–35 недель беременности и рождение недоношенных детей. У беременных с ПРПО наблюдались выраженные дисбиотические изменения в составе вагинальной микробиоты. Видовой спектр УПМ, выделенных у пациенток с ПРПО, ассоциируется с наиболее часто встречающимися видами УПМ, колонизирующими вагинальный биотоп на протяжении беременности, как при Н, так и при патологическом состоянии микробиоты, особенно при АВ (E. faecalis, E. coli). ПРПО – это состояние, при котором происходит разрыв амниотического мешка до 37 недель беременности. Одна из причин ПРПО – выработка бактериальных ферментов, вызывающих деградацию коллагена, основного компонента внеклеточного матрикса плодных оболочек. B. Hammond и соавт. [11] показали, что вагинальные УПМ могут оказывать влияние на состояние плодных мембран. Нарушение состояния нормобиоты является фактором повышенного риска для ПРПО. Для более глубокого понимания роли бактерий в патогенезе ПРПО авторы исследовали способность G. vaginalis и других БВ-ассоциированных микроорганизмов прямо или косвенно влиять на целостность мембран плода путем сокультивирования G. vaginalis в анаэробных условиях с ED27 клетками млекопитающих (линия клеток – производных трофобласта). Результаты показали, что G. vaginalis не продуцирует бактериальные коллагеназы, которые непосредственно разрушают плодные оболочки, однако может нарушать целостность тканей, выделяя вещества, вызывающие изменение экспрессии металлопротеиназ в тканях мембраны плода. Контакт патогена с плодными оболочками чаще всего реализуется посредством восходящего инфицирования. Известно, что одним из механизмов, обеспечивающих проникновение УПМ, в том числе БВ-ассоциированных, в верхние отделы гениталий, является их способность разрушать защитные барьеры. Репродуктивный тракт женщин богат гликопротеинами – белками, содержащими сиаловые кислоты, обеспечивающие высокую вязкость секретов слизистых оболочек полового тракта, защищающих слизистые оболочки от механических повреждений и бактериального воздействия. Установлено, что многие БВ-ассоциированные микроорганизмы и другие УПМ, в том числе и кишечная палочка, способны вырабатывать ферменты (сиалидаза, муциназа), разрушающие гликопротеины защитного слизистого слоя. Разрушение муцина – необходимый этап в колонизации вагинально-шеечного эпителия и проникновения вагинальных УПМ в матку [12]. Кроме того, есть доказательства, что разрушение вагинальных муцинов приводит к снижению продукции специфического иммуноглобулина А [13], что также увеличивает риск восходящей инфекции у беременных. S. Cauci и соавт. [14] установили, что повышенный уровень сиалидазы в вагинальном отделяемом на 12-й неделе беременности коррелировал с ранними спонтанными преждевременными родами и поздними выкидышами. Полученные нами данные по видовому составу УПМ при ПРПО согласуются с исследованиями других авторов. В обзоре Li-nan Zeng и соавт. [15], посвященном анализу высеваемости УПМ у женщин с ПРПО за 32-летний период в клиниках Китая, показан видовой спектр выделенных 1706 изолятов УПМ: Staphylococcus spp., Enterococcus spp., Streptococcus spp., Escherichia coli, Enterobacter spp., Gardnerella vaginalis, строгие анаэробы, грибы рода Candida. Наиболее часто высевали Staphylococcus spp. и Escherichia coli.

В литературе дискутируется вопрос о роли видового состава лактобацилл у здоровых женщин и при инфекционной патологии влагалища. Известно, что лактобациллы составляют резидентную часть микрофлоры урогенитального тракта женщин репродуктивного возраста. Колонизируя пристеночную зону слизистой влагалища, они формируют микробно-тканевые комплексы, включающие микроколонии лактобацилл и их метаболиты, эпителиальные клетки, слизь (муцин), клетки стромы (фибробласты), лейкоциты, лимфоциты, нейроэндокринные клетки [16]. Полученные нами данные показали, что видовой спектр лактобацилл был представлен 11 видами. Лидирующими были 4 вида: L. crispatus (26,9–38,5%), L. gasseri (23,1–42,3%), L. jensenii (23,1%) и L. iners (7,7%) как по частоте выделения, так и по степени обсемененности ими вагинального отделяемого (105 и более КОЕ/мл).

Доля прочих видов (L. fermentum, L. salivarius, L. galinarum, L. oris, L. delbrueckii, L. paracasei, L. rhamnosus) составила от 1,0 до 3,8%. При Н в течение всей беременности (в I–III триместрах) доминировали три вида: L. crispatus (54,5; 46,2 и 28,6% соответственно), L. jensenii (45,4; 30,8 и 35,7% соответственно) и L. gasseri (18,2; 46,2 и 42,9% соответственно). Отмечено некоторое снижение к концу беременности частоты выделения L  crispatus до 28,6% и увеличение – L. gasseri с 18,2 до 42,9%. Доминирующим среди лактобацилл видом при АВ, в отличие от Н, был вид L. gasseri, который выделяли с частотой 50% в I триместре и 37,5% – во II и III. Частота выделения преобладавших при Н L. crispatus и L. jensenii у пациенток с АВ существенно сократилась, составив 25,0–12,5% в I–III триместрах для L. crispatus, и ограничилась 25,0% (только во II триместре) для L. jensenii. Исследование изменения видового состава вагинальной микробиоты у всех 26 женщин показало, что у подавляющего большинства беременных – 25 (96,2%) видовой состав оставался относительно постоянным, и только для одной беременной (3,8%) он претерпевал значительные изменения в течение всей беременности. Аналогичные данные получены R. Romero и соавт. [10]. Наиболее продуктивными видами в обеспечении стабильности нормофлоры были L. crispatus и L. jensenii, и, напротив, дисбиотические нарушения (АВ, М) имели место при колонизации влагалища видом L. gasseri. Следует заметить, что все случаи ПРПО ассоциировались с присутствием, помимо УПМ, лактобацилл вида L. gasseri. В исследованиях А.Р. Мелкумян и соавт. [17], Н. Меджидовой [18] показана доминирующая роль L. crispatus у здоровых женщин. H. Verstraelen и соавт. [19] отметили, что максимальная стабильность вагинальной экосистемы определяется видом L. crispatus, а минимальная – L. gasseri и L. iners. Они показали, что риск дисбиотических нарушений десятикратно возрастает в случае заселения влагалища лактобациллами видов L. gasseri/L. iners. Уникальные данные, полученные J.P. Ghartey и соавт. [20], свидетельствуют о том, что максимальное сдерживание пролиферации Escherichia coli у беременных наблюдается в случае колонизации влагалища L. crispatus. Кроме того, авторы продемонстрировали ингибирующий эффект супернатанта L. crispatus на рост Escherichia coli in vitro. Два случая ПРПО в нашем исследовании были вызваны ассоциациями УПМ, в состав которых входила Escherichia coli в высоком титре. В обоих случаях в составе ассоциаций присутствовал вид L. gasseri. Более того, все шесть случаев ПРПО ассоциировались с видами L. gasseri/L. iners. L. Petricevic и соавт. [21] проанализировали частоту выделения L. iners у пациенток с преждевременными родами и у пациенток, родивших в срок, и установили, что этот вид лактобацилл обнаружен в 85% случаев преждевременных родов и только у 16% беременных с благоприятным исходом беременности.

Заключение

Таким образом, данное исследование позволило получить новые сведения о составе микробиоты влагалища у беременных и оценить состав микробного сообщества, которое может повлиять на исход беременности. Своевременная коррекция микроэкологических нарушений вагинального биотопа позволит предотвратить развитие инфекционных осложнений во время беременности и в послеродовом периоде. Оценка влагалищной микробиоты при беременности может иметь прогностическую, диагностическую и терапевтическую ценность.

Список литературы

  1. Ryckman K.K., Simhan H.N., Krohn M.A., Williams S.M. Predicting risk of bacterial vaginosis: the role of race, smoking and corticotropin-releasing hormone-related genes. Mol. Hum. Reprod. 2009; 15(2): 131-7.
  2. Sobel J.D. Bacterial vaginosis. Annu. Rev. Med. 2000; 51: 349-56.
  3. Brotman R.M. Vaginal microbiome and sexually transmitted infections: an epidemiologic perspective. J. Clin. Invest. 2011; 121(12): 4610-7.
  4. Gajer P., Brotman R., Bai G., Sakamoto J., Schuette U., Zhong X. et al. Temporal dynamics of the human vaginal microbiota. Sci. Transl. Med. 2012; 4(132): 132-52.
  5. Yildirim S., Yeoman C., Janga S., Thomas S., Ho M., Leigh S. et al. Primate vaginal microbiomes exhibit species specificity without universal Lactobacillus dominance. ISME J. 2014; 8(12): 2431-44.
  6. Macintyre D., Chandiramani M., Lee Y., Kindinger L., Smith A., Angelopoulos N. et al. The vaginal microbiome during pregnancy and the postpartum period in a European population. Sci. Rep. 2015; 5: 8988.
  7. Romero R., Hassan S.S., Gajer P., Tarca A.L., Fadrosh D.W., Bieda J. et al. The vaginal microbiota of pregnant women who subsequently have spontaneous preterm labor and delivery and those with a normal delivery at term. Microbiome. 2014; 2: 18.
  8. Савченко Т.Н., Макаров О.В., Алешкин В.А., Афанасьев С.С., Воропаева Е.А., Мельников А.Н., Стрыгина В.А. Нарушение микробиоценоза влагалища как фактор невынашивания беременности. Лечение и профилактика. 2012; 1: 30-43.
  9. Romero R., Hassan S.S., Gajer P., Tarca A.L., Fadrosh D.W., Nikita L. et al. The composition and stability of the vaginal microbiota of normal pregnant women is different from that of non-pregnant women. Microbiome. 2014; 2(1): 4.
  10. Карапетян Т.Э. Акушерская и перинатальная патология при вагинальной инфекции и дисбиозе: дисс. … д-ра мед. наук. М.; 2014.
  11. Hammond B., Enriquez F., Wilstermann A. Role of bacteria in the premature rupture of fetal membranes. Science Division and McGregor Summer Research Poster Fair, October 19, 2012.
  12. Roberton A.M., Wiggins R., Horner P.J., Greenwood R., Crowley T., Fernandes A.et al. A novel bacterial mucinase glycosulfatase is associated with bacterial vaginosis. J. Clin. Microbiol. 2005; 43(11): 5504-8.
  13. Cauci S., Driussi S., Monte R., Lanzafame P., Pitzus E., Quadrifoglio F. Immunoglobin A response against Gardnerella vaginalis hemolysin and sialidase activity in bacterial vaginosis. Am. J. Obstet. Gynecol. 1998; 178(3): 511-5. Given this, along with the importance of glycoproteins to the integrity, growth and function of vaginal epithelial cells, disruption of the mucin-layer may predispose hosts to further complications, such as those currently associated with BV, including an increased risk of infection with HIV and other sexually transmitted diseases
  14. Cauci S., Culhane J.F. High sialidase levels increase preterm birth risk among women who are bacterial vaginosis-positive in early gestation. Am. J. Obstet. Gynecol. 2011; 204(2): 142. e1-9.
  15. Zeng L.N., Zhang L.L., Shi J., Gu L.L., Grogan W., Gargano M.M., Chen C. The primary microbial pathogens associated with premature rupture of the membranes in China: A systematic review. Taiwan. J. Obstet. Gynecol. 2014; 53(4): 443-51.
  16. Ljungh A., Wadstrom T. Lactobacillus. Molecular biology from genomics to probiotics. Causter Academic Press, UK; 2009. 205 с.
  17. Мелкумян А.Р., Припутневич Т.В., Анкирская А.С., Трофимов Д.Ю., Муравьева В.В., Муллабаева С.М., Завьялова М.Г. Видовой состав лактобактерий при различном состоянии микробиоты влагалища у беременных. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2013; 15(1): 73-9.
  18. Меджидова М.К. Течение послеродового периода в зависимости от особенностей микробиоценоза и локального иммунитета влагалища у беременных перед родами: дисс. … канд. мед. наук. М.; 2012.
  19. Verstraelen H., Vilchez-Vargas R., Desimpel F., Jauregui R., Vankeirsbilck N., Weyers S. et al. Characterisation of the human uterine microbiome in non-pregnant women through deep sequencing of the V1-2 region of the 16S rRNA gene. PeerJ. 2016; 4: e1602.
  20. Ghartey J.P., Smith B.C., Chen Z., Buckley N., Lo Y., Ratner A.J. et al. Lactobacillus crispatus dominant vaginal microbiome is associated with inhibitory activity of female genital tract secretions against Escherichia coli. PLoS One. 2014; 9(5): e96659.
  21. Petricevic L., Domig K.J., Nierscher F.J., Sandhofer M.J., Fidesser M., Krondorfer I. et al. Characterisation of the vaginal Lactobacillus microbiota associated with preterm delivery. Sci. Rep. 2014; 4: 5136.

Поступила 07.12.2018

Принята в печать 22.02.2019

Об авторах / Для корреспонденции

Ходжаева Зульфия Сагдуллаевна, д.м.н., профессор, заведующий 1-м отделением акушерским патологии беременности, ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им/ академика В.И. Кулакова» Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Тел.: +7(916) 407-75-67. Е-mail: zkhodjaeva@mail.ru
Припутневич Татьяна Валерьевна, д.б.н., заведующий отделом микробиологии, клинической фармакологии и эпидемиологии, ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им/ академика В.И. Кулакова» Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Тел. +7(495) 438-25-77. E-mail:t_priputnevich@oparina4.ru
Муравьева Вера Васильевна, к.б.н., с.н.с. лаборатории микробиологии отдела микробиологии, клинической фармакологии и эпидемиологии, ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова» Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Тел. +7(495) 438-25-77. E-mail: v_muravieva@oparina4.ru
Гусейнова Гюльнара Эльхановна, аспирант 1-го отделения акушерского патологии беременности, ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова» Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Тел. +7(967) 153-18-81. Е-mail: g_guseynova@oparina4.ru
Горина Ксения Алексеевна, младший научный сотрудник 1-го отделения акушерского патологии беременности, ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова» Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Тел. +7(495) 438-06-74. Е-mail: kseniagorina@gmail.com
Мишина Наталия Дмитриевна, младший научный сотрудник, лаборатория анализа геномных данных, ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова» Минздрава России.
Адрес: 117997, г. Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Тел. +7(985)217-29-89. E-mail: mis7ha@gmail.com

Для цитирования: Ходжаева З.С., Припутневич Т.В., Муравьева В.В., Гусейнова Г.Э., Горина К.А., Мишина Н.Д. Оценка состава и стабильности микробиоты влагалища у беременных в процессе динамического наблюдения. Акушерство и гинекология. 2019; 7:30-8.
https://dx.doi.org/10.18565/aig.2019.7.30-38

Также по теме

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.