Современные аспекты роли инсулинорезистентности, системного воспаления и оксидативного стресса в патогенезе гиперандрогении и нарушений фолликулогенеза у пациенток с синдромом поликистозных яичников

Белова И.С., Хащенко Е.П., Уварова Е.В.

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова» Минздрава России, Москва, Россия
Синдром поликистозных яичников (СПКЯ) представляет собой патологический симптомокомплекс, характеризующийся олиго-ановуляцией, гиперандрогенией, нарушением структуры и функции яичников. СПКЯ встречается у 8–13% пациенток раннего репродуктивного возраста. Несмотря на многочисленные исследования, нет единого понимания причин формирования СПКЯ. В патогенезе заболевания особое внимание уделяется сочетанным гормональным нарушениям на фоне метаболических. Манифестация метаболического синдрома к 20 годам отмечена в среднем у 20%, а к 30 годам –
у 35–50% пациенток с СПКЯ; у подавляющего большинства из них (35–90%) регистрируется инсулинорезистентность (ИР). При этом избыточный вес имеют 38–88% пациенток с СПКЯ. При изучении сигнальных путей, вовлеченных в развитие симптомокомплекса, установлена взаимосвязь порочного круга ИР и гиперандрогении. В данном обзоре литературы особое внимание уделено нарушениям внутриклеточной передачи сигналов инсулина в патогенезе СПКЯ. Представлены современные данные о быстрых и очень быстрых PI3K/Akt-путях, медленных и очень медленных МАРК- и mTOR-путях внутриклеточной сигнализации инсулина, влияющих на процессы гликолиза и глюкогенеза, липолиза и липогенеза, системного воспаления и оксидативного стресса, пролиферации и апоптоза, что имеет место при развитии симптомокомплекса СПКЯ. Представлены имеющиеся данные о механизмах влияния митохондриальной дисфункции и оксидативного стресса на усугубление ИР, гиперандрогении и нарушений фолликулогенеза при СПКЯ. Рассмотрена роль активации основного воспалительного сигнального пути фактора NF-kB и синтеза провоспалительных цитокинов в совокупности с накоплением конечных продуктов гликирования и активных форм кислорода в изменении стероидогенеза и усилении гиперандрогении при СПКЯ.
Заключение. Таким образом, в обзоре суммированы современные данные по вовлеченным в развитие симптомокомплекса СПКЯ сигнальным путям инсулина, которые подтверждают взаимное усугубление и прогрессирование ИР и гиперандрогении.

Ключевые слова

синдром поликистозных яичников
инсулинорезистентность
гиперандрогения
системное воспаление
внутриклеточная сигнализация
инсулин
оксидативный стресс
глюконеогенез
липолиз
кисспептин

Синдром поликистозных яичников (СПКЯ) представляет собой патологический симптомокомплекс, характеризующийся олиго-ановуляцией, гиперандрогенией (клинической и/или биохимической), нарушением структуры и функции яичников. СПКЯ встречается у 8–13% пациенток раннего репродуктивного возраста [1]. Инсулинорезистентность (ИР) встречается среди 35–90% женщин с СПКЯ. Данный показатель в 2–3 раза превышает распространенность ИР при анализе здоровых женщин, стратифицированных по возрасту и индексу массы тела [2]. Также отмечается манифестация метаболического синдрома к 20 годам примерно у 20% девушек [3].

Как известно, для диагностики СПКЯ, по данным Роттердамских критериев, необходимо присутствие двух из трех параметров: клиническая или биохимическая гиперандрогения, овуляторная дисфункция, поликистозная морфология яичников по данным ультразвукового исследования (УЗИ). По международным клиническим рекомендациям 2018 г. у всех пациенток с СПКЯ необходимо оценивать гликемический статус: глюкозотолерантный тест, уровни глюкозы и гликированного гемоглобина в крови в измерениях раз в 2–3 года по крайней мере [4].

Несмотря на многочисленные исследования, посвященные патогенезу СПКЯ, единое понимание не сформировано. В патогенезе СПКЯ принимает участие сочетанное нарушение многочисленных факторов, как генетических, так и эпигенетических [5]. В момент становления начальных этапов эмбриогенеза у плода могут реализовываться дефекты развития, такие как нарушение программирования во время внутриутробного развития метаболической оси у плода, сбой секреторной функции надпочечников. В подростковом возрасте при относительной гиперандрогении и гиперинсулинемии имеют особое влияние характер физической активности и диеты, наличие избыточной массы тела и ожирения, обострение хронических или острых инфекционных заболеваний, что может служить пусковым механизмом нарушения правильного функционирования гипоталамо-гипофизарно-яичниковой и надпочечниковой оси. Также имеют место различные социальные факторы и воздействие окружающей среды, такие как нездоровый образ жизни, курение, злоупотребление алкоголем, переедание, отсутствие физической активности и др. В период беременности особое влияние имеют диета, наличие нейроэндокринных нарушений и осложнений беременности (преэклампсия, соматические патологии, требующие медикаментозной коррекции, угроза прерывания беременности), что может предопределять развитие симптомокомплекса в дальнейшем [6].

Кроме факторов риска развития СПКЯ, особое значение имеют нарушения центральной регуляции синтеза гонадотропных гормонов [7]. В результате влияния многочисленных эндогенных и экзогенных факторов в экстрагипоталамических структурах мозга происходит нарушение обмена нейромедиаторов (нейрокинина В, кисспептина, гамма-аминомасляной кислоты, динорфина, кокаина и амфетамин-регулируемого транскрипта (CART), субстанции Р), возрастает продукция и выделение β-эндорфина и уменьшается синтез допамина, приводя к изменению амплитуды и частоты секреции гонадотропин-рилизинг-гормона (ГнРГ) [8].

Как известно, СПКЯ сопровождается повышенным выбросом лютеинизирующего гормона (ЛГ) и увеличением соотношения ЛГ/ФСГ (фолликулостимулирующий гормон) в связи с увеличенной пульсовой секрецией ГнРГ гипоталамусом. Нейроны в дугообразных ядрах медиобазальных отделов гипоталамуса секретируют различные виды нейротрансмиттеров и нейропептидов, например, нейропептид Y, ГнРГ, агути-подобный пептид, CART, субстанцию Р, дофамин, кисспептин, соматокринин, нейрокинин В, β-эндорфин и соматостатин, которые участвуют в патогенезе СПКЯ. На сегодняшний день активно изучается влияние кисспептина, нейрокинина В и динорфинов в генезе симптомокомплекса. Показано, что данные нейропептиды контролируют выброс ГнРГ через механизм обратной связи, действуя на эстрогеновый рецептор альфа [9]. При взаимодействии кисспептина-нейрокинина В с ГнРГ и антагонистом рецептора нейрокинина 3 наблюдается снижение частоты выброса ЛГ, и, соответственно, уровень сывороточного ЛГ падает. Таким образом, использование антагониста нейрокининового рецептора приводило к уменьшению концентрации тестостерона в сыворотке крови у пациенток с СПКЯ, что рассматривается для применения в клинической практике.

В последние годы в патогенезе СПКЯ большое внимание уделяется сочетанным гормональным нарушениям на фоне метаболических. Как известно, инсулин является одной из причин усиления ЛГ-зависимого синтеза тестостерона; также он способствует подавлению продукции глобулина, связывающего половые гормоны, в печени, тем самым увеличивая содержание биологически активных свободных фракций тестостерона и эстрадиола. Гиперинсулинемия понижает выработку в печени белков, которые связывают инсулиноподобный фактор роста, и, как следствие, приводит к повышению его биодоступности. Chong Feng et al. в исследовании 2018 г. показали, что у пациенток с СПКЯ на фоне ИР происходит уменьшение синтеза глобулина, связывающего половые гормоны, через снижение экспрессии IRS-1, IRS-2, GLUT-4 в PI3K/Akt-опосредованном сигнальном пути, что приводит к усугублению гиперандрогении [10].

Как известно, ожирение, как один из самых часто встречающихся факторов риска развития СПКЯ, является важным его клиническим проявлением. Пациентки с СПКЯ чаще страдают абдоминальным типом ожирения и имеют избыточный вес в 38–88% случаев заболевания [11, 12]. Жировая ткань служит источником большого количества активных биологических веществ (адипокинов, аполипопротеинов). Гипертрофия адипоцитов у пациенток с ожирением и СПКЯ взаимосвязана с локальной гипоксией, инфильтрацией ткани макрофагами, нарушением чувствительности к инсулину [13]. В исследовании Dumesic D.A. et al. показали, что у пациенток СПКЯ репродуктивного возраста, в том числе с нормативными значениями индекса массы тела, в сравнении с группой контроля наблюдалась ИР на уровне жировой ткани и изменение экспрессии ряда генов подкожных абдоминальных жировых стволовых клеток, что коррелировало с гиперандрогенией и метаболическими нарушениями [14]. В перекрестном исследовании у девочек с СПКЯ были показаны пониженная чувствительность к инсулину, уменьшение переработки свободных жирных кислот по сравнению с данными у здоровых девочек, а также дисфункция адипо­цитов [15].

Жировая ткань синтезирует энзимы, способные как активировать, так и инактивировать предшественники андрогенов. Фермент альдокеторедуктаза 1-го семейства (AKR1C3) вырабатывается в жировой ткани и способствует образованию тестостерона из андростендиона. Энзим 5α-редуктаза 1-го типа (SRD5A1), которая экспрессируется из жировой ткани, конвертирует тестостерон в дигидротестостерон. Исследования in vivo O'Reilly et al. показали повышение AKR1C3 и SRD5A1 мРНК, что предполагает существование порочного цикла, связывающего биосинтез андрогенов и накопление липидов с ИР и гиперинсулинемией у пациенток с СПКЯ [16, 17].

В исследованиях, посвященных изучению механизмов действия инсулина у пациенток с СПКЯ, использовались клеточные модели фибробластов, адипоцитов и клетки скелетных мышц [18]. При этом исследование инсулинового рецептора не выявило мутаций или структурных нарушений у пациенток с СПКЯ. Авторы сделали вывод, что пострецепторные дефекты на пути передачи сигналов инсулина играют важную роль в этиологии возникновения резистентности к инсулину.

Рецептор инсулина является двудимерным гликопротеином, состоящим из α- и β-субъединиц. Обе субъединицы кодируются одним геном на 19 хромосоме и образуются в результате частичного протеолиза единого предшественника. Взаимодействие инсулина с рецептором приводит к каскаду реакций фосфорилирования. Первично происходит аутофосфорилирование тирозиновых остатков внутриклеточного домена рецептора, что, в свою очередь, приводит к активации рецептора и фосфорилированию остатков серина на субстрате инсулинового рецептора (IRS), способствуя активации внутриклеточных путей дальнейшей передачи сигнала: PI3K (фосфоинозитид-3-киназы) и AKT. После активации IRS способствует закреплению на внутренней мембране гетеродимера фермента фосфатидилинозитол-3-киназы, имеющего в составе регуляторную p85- и каталитическую p110-субъединицы. Далее киназа фосфорилирует мембранный фосфатидилинозитол-4,5-дифосфат до фосфатидилинозитол-3,4,5-трифосфата (PIP3). Существует мнение, что PIP3 играет роль в качестве мембранного якоря для других элементов при воздействии инсулина. После образования PIP3 происходит активация 3-фосфоинозитид-зависимой протеинкиназы-1 (PDK-1). Данная протеинкиназа связывается с ДНК-протеинкиназой (DNA-PK), что, в свою очередь, приводит к двойному фосфорилированию протеинкиназы B (AKT-1). АКТ-1 прикрепляется к мембране под воздействием PIP3, и происходит ее активация. Затем АКТ-1 отсоединяется от мембраны и транслоцируется в цитоплазму и ядро клетки, где способствует фосфорилированию многочисленных белков-мишеней. В ядре активированная протеинкиназа В запускает экспрессию генов гликолиза и липолиза и тормозит экспрессию генов глюконеогенеза и липогенеза. Таким образом, реализуется первый PI3K/Akt сигнальный путь передачи сигнала с инсулина, который вовлечен в метаболические реакции обмена белков, углеводов и липидов, так называемые быстрые и очень быстрые эффекты инсулина (рис. 1) [19].

58-1.jpg (109 KB)

При СПКЯ обнаружено увеличение фосфорилирования серина под влиянием IRS-1, в то время как фосфорилирование тирозина снижено и нарушена активация PI3K. Таким образом, данные нарушения препятствуют передаче сигналов инсулина и способствуют возникновению резистентности к нему, что выражается в недостаточно выраженной активации процессов гликолиза и липолиза, и пролонгированию процессов глюконеогенеза и липогенеза. Существуют данные, сообщающие, что в адипоцитах женщин с СПКЯ аутофосфорилирование инсулиновых рецепторов снижено на треть в сравнении со здоровыми, что коррелирует с резистентностью к инсулину [20].

В организме поглощение глюкозы происходит через ее транспортеры GLUT. Среди них одним из ключевых является тканеспецифический инсулин-регулируемый GLUT4 (SLC2A4), который участвует в гомеостазе глюкозы в физиологических и патологических условиях [21]. Доказано, что уровень GLUT4 снижен в эндометрии у женщин с СПКЯ, страдающих ожирением и гиперинсулинемией [22]. Снижение экспрессии транспортеров глюкозы у пациенток с СПКЯ может быть обусловлено, в том числе, активацией рецептора под влиянием пероксисомных пролифераторов (PPAR –peroxisome proliferator-activated receptors) и фактора транскрипции FOXO1 (forkhead box protein O1). FOXO1 является наиболее распространенной изоформой в инсулинчувствительных тканях поджелудочной железы, печени и жировой ткани. Его функция регулируется AKT, которая, фосфорилируя фактор транскрипции FOXO1, инактивирует его и обуславливает локализацию в цитоплазме, в то время как транскрипция PPAR продолжается [23]. Согласно результатам Zhang et al. (2012), пациентки с СПКЯ характеризуются более высоким уровнем фосфорилирования AKT (p-AKT) в сопоставлении с условно здоровыми женщинами. При этом у пациенток с СПКЯ на фоне ИР выявлена более высокая концентрация p-AKT и активация PI3K/AKT сигнального пути в сравнении с женщинами с СПКЯ без ИР, что обуславливает нарушение процессов захвата GLUT клетками и прогрессирование нарушения толерантности к углеводам [24]. Таким образом, у пациенток с СПКЯ, вне зависимости от наличия избыточной массы тела, в том числе на фоне нормогликемии и нормоинсулинемии, отмечается постпрандиальная гипергликемия, в том числе в связи с нарушением транспорта и утилизации глюкозы [25].

Кроме первого PI3K/Akt сигнального пути быстрых и очень быстрых эффектов инсулина, существует второй механизм передачи сигнала – медленные и очень медленные эффекты инсулина. Данный второй механизм опосредуется сигнальными каскадами митоген-активируемой протеинкиназы (MAPK) и связан с изменением экспрессии ядерных генов, регулирующих рост, пролиферацию и дифференцировку клеток.

Этапы реализации МАРК-сигнального пути включают связывание аутофосфорилированного инсулинового рецептора с белком Shc, являющимся еще одним субстратом инсулинового рецептора. Далее Shc-белок связывается с Grb-белком, что вызывает присоединение его к рецептору. Формирование комплекса Shc-Grb активирует группу GEF-SOS-GAP и способствует фосфорилированию гуанозиндифосфата (ГДФ). Образование ГДФ в составе Ras-белка позволяет активировать протеинкиназу Raf-1, что вызывает ее присоединение к цитоплазматической мембране, дополнительное фосфорилирование по остаткам тирозина, серина и треонина, взаимодействие с инсулиновым рецептором. Активированная Raf-1 фосфорилирует и активирует киназы MAPK-K (MEK) и МАPК (ERK), что изменяет активность белков цитоплазмы. примеру, активация фосфолипазы А2 приводит к образованию арахидоновой кислоты и синтезу эйкозаноидов, активация рибосомальной киназы инициирует трансляцию белков, активация протеинфосфатаз вызывает дефосфорилирование ряда ферментов. Передача сигнала через медленные пути инсулина приводит к активации системного воспаления (увеличивается синтез провоспалительных цитокинов – фактора некроза опухоли (ФНО-α, интерлейкинов (ИЛ)-6, ИЛ-18), изменению синтеза лейкотриенов, а также к активации ферментов гликолиза. Известно, что ФНО-α способствует пролиферации клеток теки, продуцирующих андрогены, стимулирует атрезию фолликулов и гиперандрогению, что выявлено у женщин с СПКЯ [26].

Установлено, что снижение активности PI3K в тека-клетках у пациенток с СПКЯ связано со снижением активности 17-альфа-гидроксилазы. Кроме того, исследования продемонстрировали, что инсулин влияет на синтез гормонов в клетках теки и гранулезы через повышение выработки белка, регулирующего стероидогенез StаR (acute steroidogenic regulatory protein). StaR опосредует транспорт холестерина в митохондрии для синтеза гормонов. Sander et al. обнаружили повышение экспрессии мРНК StAR в клетках гранулезы у женщин с СПКЯ, которые наблюдались в программе ЭКО [27]. CYP11A1 (p450cc) осуществляет первый этап стероидогенеза: преобразование холестерина в прегненолон. Wickenheisser et al. показали, что период полураспада мРНК CYP11A1 (р450сс) увеличен более чем в 2 раза в тека-клетках у женщин с СПКЯ, что приводит к избытку мРНК CYP11A1 при СПКЯ. Liu et al. изучили экспрессию CYP11A1 в фолликулах в ранней и поздней стадиях развития у пациенток с СПКЯ и без после лапароскопической резекции яичников [17]. Выявлен более высокий уровень мРНК CYP11A1 в фолликулах на ранней стадии развития у женщин с СПКЯ, что связано с нарушением фолликулогенеза и формированием фенотипа поликистозных яичников.

CYP17A1 является членом суперсемейства цитохромов Р450 и участвует в метаболизме и синтезе стероидов, в результате которого производятся прогестины, минералокортикоиды, глюкокортикоиды, андрогены и эстрогены, преобразует прегненолон и прогестерон в их 17-альфа-гидроксилированные продукты, через 17-гидроксилазный и 17,20-лиазный активные центры синтезируется дегидроэпиандростерон (ДГЭА) и андростендион [28]. Заключающим ферментом в синтезе стероидов является 17-гидроксистероид-дегидрогеназа, которая участвует в преобразовании эстрона в эстрадиол, ДГЭА в андростендион, андростендиона в тестостерон, дегидротестостерона в 5-альфа-андростендион [29]. В клетках теки у пациенток с СПКЯ отмечается повышение синтеза андрогенов в связи с активацией 17α-гидроксилазы и 17,20-лиазы. У пациенток с СПКЯ при сопоставлении со здоровыми установлена повышенная активность не только CYP17A1, но и CYP11A1, и ароматазы CYP19A1, что приводило к увеличению продукции прогестерона, 17-ОН-прогестерона и тестостерона (рис. 2) [17].

59-1.jpg (86 KB)

Андрогены имеют разнонаправленное действие, что было продемонстрировано на животной модели у обезьян. Было показано, что андрогены усиливают действие ФСГ в мелких антральных фолликулах, но оказывают ингибирующее действие на более крупные фолликулы [30]. С одной стороны, андрогены конвертируются в эстрогены, способствующие росту фолликулов, с другой стороны, избыточный синтез андрогенов нарушает фолликулогенез и селекцию доминантного фолликула. Считается, что из-за относительного дефицита ФСГ и эстрадиола, а также повышения по механизму обратной связи синтеза ЛГ и экспрессии рецепторов ЛГ происходит атрезия фолликулов [31]. Морфология поликистозных яичников представлена преобладанием мелких антральных фолликулов от 2 до 5 мм и избыточным развитием клеток теки [32].

Кроме того, показано, что инсулин или инсулиноподобный фактор роста-1 может стимулировать синтез фактора роста эндотелия сосудов (VEGF-A) в лютеинизированных клетках гранулезы. VEGF является основным регулятором физиологического ангиогенеза. Уровни полного овариального васкуляризационного индекса (total ovarian vascularization index (VI)) и индекса васкуляризации (VFI – vascularization flow index) по данным УЗИ и допплерометрии у женщин с СПКЯ выше, чем в группе контроля [33]. Повышение уровня васкуляризации может опосредовать аномальный рост клеток теки интерна, приводя к активации стероидогенеза и гиперандрогении. Было предположено, что повышение секреции VEGF и увеличение ангиогенеза может быть одним из звеньев патогенеза СПКЯ [34].

Строма яичника обеспечивает структурную основу, подвергающуюся динамическим изменениям для поддержки роста фолликула. Строма яичников у женщин с СПКЯ отличается большей ригидностью, чем в группе здоровых женщин [26]. Показано, что строма яичников при СПКЯ представлена фибробластами, имеющими веретенообразную форму с ядрами удлиненной формы, при этом клетки тесно прилежат друг к другу и не имеют четких границ. Иногда в строме яичника встречаются участки более часто расположенных ядер, которые, по-видимому, свидетельствуют об очаговой клеточной гиперплазии. Среди таких клеток нередко можно встретить фигуры митоза. Клеточные элементы межуточной ткани у пациенток с СПКЯ могут подвергаться лютеинизации, образуя очаги текоматоза [34].

У пациенток с СПКЯ уровень конечных продуктов гликирования (КПГ, AGP, advanced glycation end products) как в системном кровотоке, так и в тканях яичника значительно выше, чем у здоровых женщин, что обусловлено активацией оксидативного стресса и митохондриальной дисфункции. КПГ образуются в результате химических реакций между аминогруппами белков и карбонильными группами углеводов. Предполагаемая роль КПГ в изменении стероидогенеза при СПКЯ до конца не изучена. Diamanti-Kandarakis et al. показали, что сывороточные уровни КПГ и экспрессия рецептора к КПГ (RAGE, receptor for AGP) у пациенток с СПКЯ в несколько раз выше при сравнении с условно здоровыми женщинами, включая женщин с СПКЯ с ИР без гипергликемии, а также отмечена связь с уровнем тестостерона [35]. Депонирование КПГ в клетках теки и гранулезы яичников и чрезмерно повышенная экспрессия рецепторов к КПГ стимулирует НАДФ-оксидазу и основной воспалительный сигнальный путь фактора NF-kB, что повышает продукцию активных форм кислорода и синтез провоспалительных факторов (эндотелина-1, ИЛ-1, ИЛ-6, ИЛ-8, ФНО-α). В результате повышение уровня КПГ в системном кровотоке и тканях яичника на фоне снижения антиоксидантной защиты при СПКЯ ведет к пролонгированию воспалительного и оксидативного стресса, нарастанию эндотелиальной дисфункции в дальнейшем [36].

Как известно, митохондрии отвечают за поддержание клеточного гомеостаза и являются уникальными органеллами, которые имеют свой собственный геном мтДНК и отвечают за синтез клеточной энергии, детоксикацию, регулируют высвобождение вторичных мессенджеров и клеточную сигнализацию, синтез стероидных гормонов и гема, клеточную пролиферацию и дифференцировку, аутофагию и апоптоз. Накапливаются данные, что при СПКЯ ИР, гиперандрогения и нарушения фолликулогенеза могут быть опосредованы митохондриальной дисфункцией и оксидативным стрессом [34]. В исследовании показано, что изменение чувствительности к инсулину в скелетных мышцах у женщин с СПКЯ ассоциировано со снижением экспрессии генов митохондриального метаболизма [37]. У взрослых пациенток с СПКЯ выявлено нарушение митохондриального катаболизма интермедиатов цикла Кребса, увеличение активности гликолиза при снижении глюконеогенеза в печени. К повреждающим проявлениям оксидативного стресса относят активацию перекисного окисления липидов, окислительную модификацию белков и ДНК, инактивирование ферментов [38]. У пациенток с СПКЯ выявлена более высокая активность глутатионпероксидазы, супероксиддисмутазы, каталазы на фоне потребления антиоксидантов неферментативного звена, таких как восстановленный глутатион, что взаимосвязано с метаболическими изменениями при заболевании [39].

Третьим основным сигнальным путем инсулина, задействованным в патогенезе СПКЯ, является mTORC-1 и -2. Белок mTOR является серин-треониновой протеинкиназой, участвующей в регуляции роста и пролиферации клеток, подвижности и выживании, а также влияет на синтез белков и транскрипцию. В передачу сигналов с участием mTOR-пути интегрированы различные сигнальные каскады. Блокада mTOR приводит к торможению сигнала к пролиферации и остановке клеточного цикла в фазе G1 [40].

Известно, что mTOR является каталитической субъединицей в двух различных молекулярных комплексах [41]. Он активируется инсулином, ростовыми факторами, фосфорной кислотой, аминокислотами (в основном лейцином) и оксидативным стрессом. Основной функцией mTORC1 является инициация трансляции различных генов и синтеза белков, в том числе в связи с активацией биогенеза рибосом. Также mTORC1 способствует торможению аутофагии. Известно, что пониженный уровень питательных веществ и ростовых факторов, куркумин, кофеин, рапамицин оказывают ингибирующее действие на mTORC1, в то время как mTORC2 регулирует организацию цитоскелета и выживание клеток [42].

Группа исследователей Roa et al. в 2009 г. выявили, что mTOR является ключевым звеном в развитии половой зрелости и активации секреции ЛГ. mTOR-путь может быть активирован лейцином, что изменяет секрецию ЛГ у мышей в периоде пубертата через систему кисспептина (Kiss-1 gene) и его рецептор (Kiss-1R). В исследовании были описаны рецепторы к лейцину в нейронах кисспептина, которые принимают участие в метаболической регуляции Kiss-1 [42]. Молекулярные механизмы передачи действия лейцина на транскрипцию гена Kiss-1 и его потенциальную интеграцию с другими регуляторами экспрессии Kiss-1 еще недостаточно изучены [43]. Инактивация путей mTOR в центральной нервной системе приводит к снижению секреции Kiss-1 и к умеренному снижению мРНК ГнРГ в гипоталамусе, что приводит к уменьшению концентрации ЛГ в гипофизе [44]. Подавление сигнального пути mTOR рапамицином было связано с угнетением гонадотропной оси в период полового созревания, снижением уровней эстрадиола и ЛГ, что вызывало гипоплазию матки и яичников. Группа исследователей Yaba и Demir в 2012 г. отметили важную роль mTORC1 и mTORC2 в развитии СПКЯ. Результаты работ показали, что активация mTOR-путей может регулировать рост фолликулов in vivo, в частности, инициируя рост и пролиферацию фолликулярных клеток яичника в мышиной модели СПКЯ [45]. При ингибировании mTOR рапамицином уменьшаются рост фолликулов in vitro и пролиферация гранулезных клеток [46]. Allemand et al. выявили, что повышенное фосфорилирование S6K и mTOR приводит к ингибированию ISR-1 и резистентности к инсулину. Полученные данные на мышиной модели свидетельствуют, что активация пути mTORC1 может принимать участие в развитии ИР в скелетных мышцах мышей и гиперинсулинемии у пациенток с СПКЯ [47].

Заключение

Таким образом, ИР, гиперинсулинемия и гиперандрогения развиваются по нескольким возможным механизмам. В данном обзоре представлены основные сигнальные пути, участвующие в патогенезе развития СПКЯ как самостоятельно, так и при взаимодействии друг с другом. У пациенток с выявленной ИР при СПКЯ установлена более высокая концентрация p-AKT и активация быстрого PI3K/AKT сигнального пути в сравнении с женщинами с СПКЯ без ИР, что обуславливает нарушение процессов захвата GLUT клетками и прогрессирование нарушения толерантности к углеводам. Повышение уровня андрогенов способствует снижению активности фермента ароматазы в клетках гранулезы, ингибируя конвертирование андрогенов в эстрогены, что участвует в прогрессировании атрезии фолликулов. Второй сигнальный путь, MARK-ERK1/2, активирован у пациенток с СПКЯ меньше, чем у здоровых женщин, что препятствует пролиферации клеток гранулезы, и также связан с усилением атрезии фолликулов. Кроме того, отмечается роль третьего сигнального пути, mTOR, в развитии нарушений фолликулогенеза при СПКЯ. Помимо описанных механизмов, на сегодняшний день активно изучается влияние нейропептидов, таких как кисспептин, нейрокинин В и динорфины, на генез симптомокомплекса СПКЯ. На основании полученных данных о вовлеченных сигнальных путях в развитие симптомокомплекса подтверждена взаимосвязь порочного круга ИР и гиперандрогении. Фундаментальное понимание механизмов развития ИР при СПКЯ особенно актуально с точки зрения возможности разработки действенных лечебных схем ведения пациенток с раннего репродуктивного возраста в дальнейшем.

Список литературы

  1. Azziz R., Carmina E., Chen Z., Dunaif A., Laven J.S., Legro R.S. et al. Polycystic ovary syndrome. Nat. Rev. Dis. Primers. 2016; 2: 16057. https://dx.doi.org/10.1038/nrdp.2016.57.
  2. Barber T.M., Hanson P., Weickert M.O, Franks S. Obesity and polycystic ovary syndrome: implications for pathogenesis and novel management strategies. Clin. Med. Insights Reprod. Health. 2019; 13: 1179558119874042. https://dx.doi.org/10.1177/1179558119874042.
  3. Найдукова А.А., Каприна Е.К., Донников А.Е., Чернуха Г.Е. Генетические аспекты формирования синдрома поликистозных яичников. Акушерство и гинекология. 2016; 3: 16-22.
  4. Teede H.J., Misso M.L., Costello M.F., Dokras A., Laven J., Moran L. Recommendations from the international evidence-based guideline for the assessment and management of polycystic ovary syndrome. Clin. Endocrinol. 2018; 89(3): 251-68. https://dx.doi.org/10.1111/cen.13795.
  5. Hochberg Z., Feil R., Constancia M., Fraga M., Junien C., Carel J.C. et al. Child health, developmental plasticity, and epigenetic programming. Endocr. Rev. 2011; 32(2): 159-224. https://dx.doi.org/10.1210/er.2009-0039.
  6. Mohamed-Hussein Z.A., Harun S. Construction of a polycystic ovarian syndrome (PCOS) pathway based on the interactions of PCOS-related proteins retrieved from bibliomic data. Theor. Biol. Med. Model. 2009; 6: 18. https://dx.doi.org/10.1186/1742-4682-6-18.
  7. Чернуха Г.Е., Найдукова А.А., Удовиченко М.А., Каприна Е.К., Иванец Т.Ю. Андрогенный профиль пациенток с синдромом поликистозных яичников и его взаимосвязь с метаболической дисфункцией. Акушерство и гинекология. 2019; 11: 122-8.
  8. Moore A.M., Coolen L.M., Porter D.T., Goodman R.L., Lehman M.N. KNDy cells revisited. Endocrinology. 2018; 159(9): 3219-34. https://dx.doi.org/10.1038/s41598-018-20563-2.
  9. Coutinho E.A., Kauffman A.S. The role of the brain in the pathogenesis and Physiology of Polycystic Ovary Syndrome (PCOS). Med. Sci. 2019; 7: 84. https://dx.doi.org/10.3390/medsci7080084.
  10. Feng C., Jin Z., Sun L., Wang X., Zhang X., Lian S. Endogenous SHBG levels correlate with that of glucose transporters in insulin resistance model cells. Mol. Biol. Rep. 2019; 46(5): 4953-65. https://dx.doi.org/10.1007/s11033-019-04946-w.
  11. Григорян О.Р., Жемайте Н.С., Волеводз Н.Н., Андреева Е.Н., Мельниченко Г.А., Дедов И.И. Отдаленные последствия синдрома поликистозных яичников. Терапевтический архив. 2017; 89(10): 75-9.
  12. Дедов И.И., Бутрова С.А. Синдром поликистозных яичников и метаболический синдром. Ожирение и метаболизм. 2006; 3(1): 30-40.
  13. Virtue S., Vidal-Puig A. Adipose tissue expandability, lipotoxicity and the metabolic syndrome – an allostatic perspective. Biochim. Biophys. Acta. 2010; 1801(3): 338-9. https://dx.doi.org/10.1016/j.bbalip.2009.12.006.
  14. Dumesic D.A., Phan J.D., Leung K.L., Grogan T.R., Ding X., Li X. et al. Adipose insulin resistance in normal-weight women with polycystic ovary syndrome. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2019; 104(6): 2171-83. https://dx.doi.org/10.1210/jc.2018-02086.
  15. Trottier A., Battista M.C., Geller D.H., Moreau B., Carpentier A.C., Simoneau-Roy J., Baillargeon J.P. Adipose tissue insulin resistance in peripubertal girls with first-degree family history of polycystic ovary syndrome. Fertil. Steril. 2012; 98(6): 1627-34. https://dx.doi.org/10.1016/j.fertnstert.2012.08.025.
  16. O’Reilly M.W., Kempegowda P., Walsh M., Taylor A.E., Manolopoulos K.N., Allwood J.W. et al. AKR1C3-mediated adipose androgen generation drives lipotoxicity in women with polycystic ovary syndrome. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2017; 102(9): 3327-39. https://dx.doi.org/10.1210/jc.2017-00947.
  17. Zeng X., Xie Y.J., Liu Y.T., Long S.L., Mo Z.C. Polycystic ovarian syndrome: correlation between hyperandrogenism, insulin resistance and obesity. Clin. Chim. Acta. 2020; 502: 214-21. https://dx.doi.org/10.1016/j.cca.2019.11.003.
  18. Barber T.M., McCarthy M.I., Franks S., Wass J.A. Metabolic syndrome in polycystic ovary syndrome. Endokrynol. Pol. 2007; 58: 34-41.
  19. Munir I., Yen H.W., Geller D.H., Torbati D., Bierden R.M., Weitsman S.R. et al. Insulin augmentation of 17α-hydroxylase activity is mediated by phosphatidyl inositol 3-kinase but not extracellular signal-regulated kinase-1/2 in human ovarian theca cells. Endocrinology. 2004; 145(1): 175-83. https://dx.doi.org/10.1210/en.2003-0329.
  20. Dumesic D.A., Phan J.D., Leung K.L., Grogan T.R., Ding X., Li X. et al. Adipose insulin resistance in normal-weight women with polycystic ovary syndrome. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2019; 104(6): 2171-83. https://dx.doi.org/10.1210/jc.2018-02086.
  21. Li X., Cui P., Jiang H.Y., Guo Y.R., Pishdari B., Hu M., Feng Y. Reversing the reduced level of endometrial GLUT4 expression in polycystic ovary syndrome: a mechanistic study of metformin action. Am. J. Transl. Res. 2015; 7(3): 574-86.
  22. Mioni R., Chiarelli S., Xamin N., Zuliani L., Granzotto M., Mozzanega B. et al. Evidence for the presence of glucose transporter 4 in the endometrium and its regulation in polycystic ovary syndrome patients. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2004; 89(8): 4089-96. https://dx.doi.org/10.1210/jc.2003-032028.
  23. Nakae J., Oki M., Cao Y. The FoxO transcription factors and metabolic regulation. FEBS Lett. 2008: 582(1): 54-67. https://dx.doi.org/10.1016/j.febslet.2007.11.025.
  24. Zhang H.Y., Zhang Y.F., Han Y.K., Xue F.X., Zhao X.H., Zhang X.L. Activation and significance of the PI3K/Akt pathway in endometrium with polycystic ovary syndrome patients. Zhonghua Fu Chan Ke Za Zhi. 2012: 47(1): 19-23.
  25. Oleszczak B., Szablewski L., Pliszka M., Głuszak O., Stopinska-Głuszak U. Transport of deoxy-d-glucose into lymphocytes of patients with polycystic ovary syndrome. Endocrine. 2014; 47(2): 618-24. https://dx.doi.org/10.1007/s12020-014-0174-5.
  26. Witchel S.F., Oberfield S.E. Polycystic ovary syndrome: pathophysiology, presentation, and treatment with emphasis on adolescent girls. J. Endocr. Soc. 2019; 3(8): 1545-73. https://dx.doi.org/10.1210/js.2019-00078.
  27. Li H., Chen Y., Yan L.Y., Qiao J. Increased expression of P450scc and CYP17 in development of endogenous hyperandrogenism in a rat model of PCOS. Endocrine. 2012; 43(1): 184-90. https://dx.doi.org/10.1007/s12020-012-9739-3.
  28. Gonzalez E., Guengerich F.P. Kinetic processivity of the two-step oxidations of progesterone and pregnenolone to androgens by human cytochrome P450 17A1. J. Biol. Chem. 2017: 292(32): 13168-85. https://dx.doi.org/10.1074/jbc.M117.794917.
  29. Auchus R.J. The backdoor pathway to dihydrotestosterone. Trends Endocrinol. Metab. 2004; 15(9): 432-8.
  30. Harlow C.R., Shaw H.J., Hillier S.G., Hodges J.K. Factors influencing follicle-stimulating hormone-responsive steroidogenesis in marmoset granulosa cells: effects of androgens and the stage of follicular maturity. Endocrinology. 1988; 122(6): 2780-7.
  31. Jeppesen J.V., Kristensen S.G., Nielsen M.E., Humaidan P., Dal Canto M., Fadini R. et al. LH-receptor gene expression in human granulosa and cumulus cells from antral and preovulatory follicles. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2012; 97(8): 1524-31. https://dx.doi.org/10.1530/repabs.1.P352.
  32. Webber L.J., Stubbs S., Stark J., Trew G.H., Margara R., Hardy K., Franks S. Formation and early development of follicles in the polycystic ovary. Lancet. 2003; 362(9389): 1017-21. https://dx.doi.org/10.1016/s0140-6736(03)14410-8.
  33. Stanek M.B., Borman S.M., Molskness T.A., Larson J.M., Stouffer R.L., Patton P.E. Insulin and insulin-like growth factor stimulation of vascular endothelial growth factor production by luteinized granulosa cells: comparison between polycystic ovarian syndrome (PCOS) and non-PCOS women. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2007: 92(7): 2726-33. https://dx.doi.org/10.1210/jc.2006-2846.
  34. Ng E.H.Y., Chan C.C.W., Yeung W.S.B., Ho P.C. Comparison of ovarian stromal blood flow between fertile women with normal ovaries and infertile women with polycystic ovary syndrome. Hum. Reprod. 2005; 20(7): 1881-6. https://dx.doi.org/10.1093/humrep/deh853.
  35. Khashchenko E., Vysokikh M., Uvarova E., Krechetova L., Vtorushina V., Ivanets T.,Volodina M., Tarasova N., Sukhanova I., Sukhikh G. Activation of systemic inflammation and oxidative stress in adolescent girls with polycystic ovary syndrome in combination with metabolic disorders and excessive body weight. J. Clin. Med. 2020; 9(5): 1399. https://dx.doi.org/10.3390/jcm9051399.
  36. Lee D.Y. Roles of mTOR signaling in brain development. Exp. Neurobiol. 2015; 24(3): 177-85. https://dx.doi.org/10.5607/en.2015.24.3.177.
  37. Skov V., Glintborg D., Knudsen S., Jensen T., Kruse T.A., Tan Q. et al. Reduced expression of nuclear-encoded genes involved in mitochondrial oxidative metabolism in skeletal muscle of insulin-resistant women with polycystic ovary syndrome. Diabetes. 2007; 56(9): 2349-55. https://dx.doi.org/10.2337/db07-0275.
  38. Захаров И.С., Букреева Е.Л. Оксидативный стресс при синдроме поликистозных яичников: прогностическое значение, возможности коррекции. Гинекология. 2018; 20(1): 35-8.
  39. Zhang J., Bao Y., Zhou X., Zheng L. Polycystic ovary syndrome and mitochondrial dysfunction. Reprod. Biol. Endocrinol. 2019; 17: 67. https://dx.doi.org/10.1186/s12958-019-0509-4.
  40. Liu A.L., Liao H.Q., Li Z.L., Liu J., Zhou C.L., Guo Z.F. et al. New insights into mTOR signal pathways in ovarian-related diseases: polycystic ovary syndrome and ovarian cancer. Asian Pac. Cancer Prev. 2016; 17(12): 5087-94. https://dx.doi.org/10.22034/APJCP.2016.17.12.5087.
  41. Johnson S.C., Rabinovitch P.S., Kaeberlein M. mTOR is a key modulator of ageing and age-related disease. Nature. 2013; 493(7432): 338-45. https://dx.doi.org/10.1038/nature11861.
  42. Roa J., Garcia-Galiano D., Varela L., Sánchez-Garrido M.A., Pineda R., Castellano J.M. et al. The mammalian target of rapamycin as novel central regulator of puberty onset via modulation of hypothalamic Kiss1 system. Endocrinology. 2009; 150(11): 5016-26. https://dx.doi.org/10.1210/en.2009-0096.
  43. Smith J.T., Acohido B.V., Clifton D.K., Steiner R.A. KiSS-1 neurones are direct targets for leptin in the ob/ob mouse. J. Neuroendocrinol. 2006; 18(4): 298-303. https://dx.doi.org/10.1111/j.1365-2826.2006.01417.x.
  44. Morrison C.D., Xi X., White C.L., Ye J., Martin R.J. Amino acids inhibit Agrp gene expression via an mTOR-dependent mechanism. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2007; 293(1): E165-E171. https://dx.doi.org/10.1152/ajpendo.00675.2006.
  45. Yaba A., Demir N. The mechanism of mTOR (mammalian target of rapamycin) in a mouse model of polycystic ovary syndrome (PCOS). J. Ovarian Res. 2012; 5(1): 38. https://dx.doi.org/10.1186/1757-2215-5-38.
  46. Yaba A., Bianchi V., Borini A., Johnson J.A. Putative mitotic checkpoint dependent on mTOR function controls cell proliferation and survival in ovarian granulosa cells. Reprod. Sci. 2008; 152: 128-38. https://dx.doi.org/10.1177/1933719107312037.
  47. Song X., Shen Q., Fan L., Yu Q., Jia X., Sun Y. et al. Dehydroepiandrosterone-induced activation of mTORC1 and inhibition of autophagy contribute to skeletal muscle insulin resistance in a mouse model of polycystic ovary syndrome. Oncotarget. 2018; 9(15): 11905-21. https://dx.doi.org/10.18632/oncotarget.24190.

Поступила 13.10.2020

Принята в печать 15.02.2021

Об авторах / Для корреспонденции

Белова Ирина Сергеевна, ординатор, ФГБУ «НМИЦ АГиП им. академика В.И. Кулакова» Минздрава России. Тел.: +7(903)707-48-93. Е-mail: irsenb@inbox.ru.
117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4.
Хащенко Елена Петровна, с.н.с. гинекологического отделения (гинекология детского и юношеского возраста), ФГБУ «НМИЦ АГиП им. академика В.И. Кулакова» Минздрава России. Тел.: +7(495)438-85-42. Е-mail: khashchenko_elena@mail.ru. ORCID: 0000-0002-3105-5640. 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4.
Уварова Елена Витальевна, д.м.н., профессор, заведующая 2-м гинекологическим отделением (гинекология детского и юношеского возраста),
ФГБУ «НМИЦ АГиП им. академика В.И. Кулакова» Минздрава России. Тел.: +7(495)438-85-42. Е-mail: elena-uvarova@yandex.ru. ORCID: 0000-0002-3195-307X.
117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4.

Для цитирования: Белова И.С., Хащенко Е.П., Уварова Е.В. Современные аспекты роли инсулинорезистентности, системного воспаления и оксидативного стресса в патогенезе гиперандрогении и нарушений фолликулогенеза у пациенток с синдромом поликистозных яичников.
Акушерство и гинекология. 2021; 5: 55-63
https://dx.doi.org/10.18565/aig.2021.5.55-63

Также по теме

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.